Посев на хеликобактер пилори с чувствительностью к антибиотикам в инвитро

В статье представлены результаты бактериологического тестирования 48 штаммов Helicobacter pylori (H. pylori), выделенных от пациентов в Санкт-Петербурге. Антибиотикорезистентность штаммов H. pylori оценивали методом серийных разведений. Среди анализируемы

The article describes the results of bacteriologic testing of 48 Helicobacter pylori (H. pylori) strains taken from the patients in Saint-Petersburg. Antibiotic resistance of H. pylori strains was evaluated by serial breeding method. Among the analysed isolates, 42,5% were resistant to metronidazole, 27,1% — to levofloxacin, 25% — to clarithromycin, 6,3% — to amoxicillin. All the tested strains were sensitive to tetracycline.

Эрадикация H. pylori у инфицированных пациентов, страдающих хроническим гастритом, язвенной болезнью, функциональной диспепсией и другими H. pylori-ассоциированными заболеваниями, является основной стратегией предотвращения развития некардиального рака желудка [1]. В любой клинической ситуации, при которой врач сомневается в необходимости диагностировать инфекцию H. pylori и провести уничтожение микроорганизма, дополнительным и крайне актуальным аргументом в пользу этих мероприятий должен стать профилактический эффект эрадикации относительно возникновения рака желудка, особенно у пациентов с отягощенным наследственным анамнезом [2].

Целью данной работы было получение данных о состоянии первичной антибиотикорезистентности штаммов H. pylori, выделенных от пациентов в Санкт-Петербурге.

Исследование по протоколу SHELF проводилось в Санкт-Петербурге с мая 2013 по июнь 2014 года. Одобрение было получено в центральном и локальном научном этическом комитете в соответствии с принципами Хельсинкской декларации. В исследовании использовались гастробиоптаты пациентов, соответствующих следующим критериям.

Критерии исключения:

1) пациенты, ранее получавшие антимикробную терапию для эрадикации H. pylori;
2) пациенты, получавшие антибиотики из группы макролидов в течение одного года, предшествовавшего данному исследованию;
3) пациенты, участвующие в любых других клинических исследованиях;
4) пациенты, получавшие ингибиторы протонного насоса и препараты висмута в течение двух недель, предшествовавших данному исследованию;
5) больные, принимающие антибактериальную терапию на момент забора материала.

Критерии включения:

1) мужчины и женщины в возрасте от 18 до 65 лет;
2) пациенты с инфекцией H. pylori, подтвержденной быстрым уреазным тестом гастробиоптата, полученного при проведении эзофагогастродуоденоскопии (ЭГДС);
3) решение врача в рамках рутинной клинической практики и диагноза пациента провести ЭГДС с забором биоптата.

В качестве основы питательной среды для выделения и культивирования H. pylori использовался колумбийский агар. Каждый образец биопсии высевался параллельно на две чашки Петри с агаром, содержащим антибиотики в следующих концентрациях: ванкомицин в концентрации 6 мкг/мл, триметоприм, в концентрации 2 мкг/мл (растворяли в спирте) и амфотерицин В (или налидиксовую кислоту) в концентрации 2–10 мкг/мл.

Инкубация посевов осуществлялась в микроаэрофильных условиях при содержании кислорода около 5%. Для этих целей использовались анаэростаты системы GasPac100 c газогенерирующими пакетами типа GasPak (BBL CampyPak Plus Microaerophilic System envelopes with Palladium Catalyst).

На кровяной питательной среде на 5–7 сутки H. pylori формировал мелкие, круглые, гладкие, прозрачные, влажные колонии диаметром около 1 мм. Колонии H. pylori, полученные в результате первичного посева биопсийного материала, использовали для приготовления мазков, окраски их по Граму и постановки уреазного теста.

Решение вопроса о принадлежности выделенной культуры к роду Helicobacter выносили на основании характерной морфологии выделенных колоний, а также набора тестов: морфологии культуры в мазке, окрашенном по Граму, и наличии характерных биохимических свойств (способности к продукции уреазы). Типичные клетки H. pylori при микроскопии имели вид тонких изогнутых нежно-розовых палочек.

Антибиотикорезистентность выделенных штаммов H. pylori изучали, используя метод серийных разведений, который основан на регистрации ингибиции роста микроорганизма на питательном агаре, содержащем определенные концентрации антибиотика. Определяли чувствительность штаммов H. pylori к кларитромицину, амоксициллину, левофлоксацину, метронидазолу и тетрациклину. Рабочие концентрации исследуемых антибактериальных препаратах в агаре были следующими:

амоксициллин — 0,25; 0,12; 0,06 мкг/мл;
кларитромицин — 1,0; 0,5; 0,25; 0,12 мкг/мл;
левофлоксацин — 2,0; 1,0; 0,5 мкг/мл;
метронидазол — 16; 8; 4 мкг/мл;
тетрациклин — 2,0; 1,0; 0,5 мкг/мл.

Среды и растворы антибактериальных препаратов готовили непосредственно перед использованием.

На чашки Петри с ростом H. pylori добавляли по 1–2 мл стерильного физиологического раствора и снимали бактериальную массу. Инокулюм наносили бактериологической петлей на поверхность чашки Петри с селективной кровяной средой с определенной концентрацией антибиотика, равномерно распределяя по поверхности. Затем чашки Петри помещали в анаэростат и инкубировали при температуре 37 °С в течение 3–5 суток. После окончания инкубации отмечали чашку с концентрацией антибактериального препарата, вызывающей полное подавление роста микробов. Контроль чистоты роста культуры оценивали по посеву на чашку Петри с селективной кровяной средой без добавления антибиотиков.

Данный метод позволил подразделить штаммы H. pylori на чувствительные и устойчивые [9]. Критерии распределения штаммов по степени чувствительности приведены в табл. 1.

На каждого пациента, гастробиоптат которого использовался в исследовании, заполнялась индивидуальная регистрационная карта (ИРК), которая дублировалась в базе данных Microsoft Access Database и содержала демографические, анамнестические данные, результаты проведенных исследований.

Статистический анализ выполнялся с помощью программного пакета IBM® SPSS® Statistics, версия 21.0.

Демографические и анамнестические показатели анализировались с помощью методов описательной статистики. Для дихотомических показателей резистентности были представлены 95% доверительные интервалы для долей резистентности к тому или иному антибиотику. Подобный статистический анализ проводился в отношении выявления наличия H. pylori и выявления резистентности к антибиотикам.

В исследовании использовались гастробиоптаты 109 пациентов в возрасте от 18 до 64 лет. Возраст, пол и диагноз пациентов представлены в табл. 2.

У пациентов были диагностированы различные заболевания, ассоциированные с H. pylori. Наиболее частой нозологией являлся хронический гастрит — 78,9% (n = 86). Язвенная болезнь двенадцатиперстной кишки (ДПК) диагностирована у 20,2% (n = 22), а язвенная болезнь желудка — у 0,9% (n = 1).

Инфицирование H. pylori было подтверждено у всех пациентов уреазным тестом. Бактериологическим методом микроорганизм выделен лишь у 56 пациентов, что составило 51,4% (95% ДИ: 42,0%, 60,8%). Такой процент отражает технические трудности, связанные с транспортировкой и культивированием микроаэрофильного микроорганизма.

Чувствительность H. pylori к антимикробным препаратам удалось определить у 48 выделенных штаммов. Из-за скудного роста культуры в 8 случаях оценить антибиотикограмму было невозможно.

Таким образом, в анализ резистентности были включены 48 штаммов хеликобактера, выделенных от 48 пациентов. Среди анализируемых изолятов H. pylori штаммов, 17 (42,5%) были резистентны к метронидазолу, 13 (27,1%) — к левофлоксацину, 12 (25%) — к кларитромицину. Кроме того, было выявлено 3 (6,3%) штамма, устойчивых к амоксициллину. Все тестируемые штаммы были чувствительны к тетрациклину. В случаях выявления резистентности к трем и более группам антимикробных препаратов, штамм хеликобактера относили к полирезистентным. В ходе исследования 5 (11,1%) микроорганизмов были полирезистентными (табл. 3).

Двойная резистентность к кларитромицину и метронидазолу обнаружена у 2 (4,4%) изолятов, метронидазолу и левофлоксацину — у 4 (8,3%) микроорганизмов. Все штаммы, резистентные к амоксициллину, были устойчивы к кларитромицину.

Частота встречаемости резистентных штаммов отличалась среди мужчин и женщин, однако данный факт сложно интерпретировать из-за малой выборки (табл. 4).

При анализе частоты резистентности к кларитромицину выявлены различия по нозологиям. Так, у 14 пациентов, страдающих язвенной болезнью, было 5 (35,7%) случаев выделения штаммов H. pylori, резистентных к кларитромицину. В то же время у 34 больных, у которых был диагностирован только хронический гастрит, частота выделения резистентных штаммов к кларитромицину была ниже — 7 (20,6%). Однако этот факт сложно интерпретировать из-за ограниченного числа наблюдений.

Согласно Маастрихтским рекомендациям IV пересмотра, уровень резистентности H. pylori к кларитромицину в популяции является определяющим фактором при выборе схемы эрадикации [10]. Подобно другим патогенам, хеликобактер имеет региональные особенности резистентности. Резистентность напрямую коррелирует с частотой назначения антимикробных препаратов и утвержденными протоколами выбора антибиотиков [11]. Невозможно экстраполировать данные о резистентности, выявленные в одной стране, на другую, в силу значительных региональных различий чувствительности микроорганизмов. Так, резистентность к кларитромицину в Нидерландах составляет всего 5,6%, тогда как резистентность H. pylori к данному антибиотику в Австрии достигает 35,4% [11]. Уровень устойчивости к метронидазолу в Пекине составил 63,9%, а на Юго-Восточном побережье Китая — 95,4% [16, 17]. Для анализа антибиотикорезистентности H. pylori в мире нами были отобраны наиболее масштабные исследования, проводимые с 2000 по 2013 год. Проанализировано 13 исследований, из которых 3 европейских, 5 азиатских, 2 африканских и 3 американских. Более подробно уровень резистентности к антибиотикам H. pylori в различных странах приведен в табл. 5.

При анализе результатов исследований по антибиотикорезистентности H. pylori на территории России обращает на себя внимание рост уровня резистентности H. pylori к кларитромицину. Так, в 1996 г. в г. Москве не было выявлено резистентных штаммов к кларитромицину. Уже в 1999 г. уровень резистентности H. pylori к кларитромицину составил 17,1%, в 2000 г. 16,6%, в 2001 г. 13,8%, а в 2005 г. уже 19,3% [24, 25]. При интерпретации показателей резистентности важно учитывать методику определения чувствительности. Так, при использовании только генотипического метода полимеразной цепной реакции (ПЦР) возможны сложности в интерпретации результатов. Примером могут служить данные, полученные в Санкт-Петербурге — 39–40% резистентных штаммов по данным ПЦР [26, 27]. В то же время резистентность к кларитромицину при оценке дискодиффузионным методом, который тоже имеет определенные ограничения, составила всего 7,7% [28].

Наибольшую информативность представляют данные о резистентности, полученные методом серийных разведений. На основании тестирования 133 штаммов методом серийных разведений сделан вывод о низкой резистентности в Смоленске в 2010 г. [29]. В нашем исследовании, при использовании сходной технологии тестирования, резистентность составила 25%, что еще раз иллюстрирует межрегиональные различия чувствительности микроорганизмов.

Фенотипический метод определения чувствительности к антибиотикам рекомендован Институтом по клиническим и лабораторным стандартам (CLSI), EUCAST, а также Маастрихтским соглашением IV пересмотра в качестве основного метода определения чувствительности H. pylori к кларитромицину [38]. Культуральный метод является высокоспецифичным тестом, однако характеризуется низкой чувствительностью [39]. Определение чувствительности H. pylori к антибиотикам в нашей стране сопряжено с рядом трудностей. Успех бактериологического выделения H. pylori во многом связан с правильностью отбора биопсийных образцов и соблюдением условий транспортировки материала в лабораторию. Хеликобактер является труднокультивируемым микроорганизмом, что требует не только навыков работы с его чистой культурой, но и четкого соблюдения методики разведения рабочих концентраций исследуемых антибактериальных препаратов. Учитывая объективные сложности, описанные выше, становится понятным отсутствие широко представленных данных об истинном состоянии антибиотикорезистентности в различных регионах нашей страны. Большинство исследователей в своих суждениях об антибиотикорезистентности H. pylori опираются на метод ПЦР как единственную доступную альтернативу бактериологическому методу, который позволяет определить генетические мутации H. pylori и прогнозировать фенотипическую резистентность [7].

Такая стратегия была использована нами для лечения пациентов, гастробиоптаты которых использовались в данном исследовании. Применение стандартной тройной терапии с двойной дозой ингибиторов протонного насоса, усиленной препаратом висмута трикалия дицитрата, привело к уничтожению H. pylori у 93,2% пациентов, несмотря на выявленную высокую резистентность к кларитромицину [44].

На основании проведенного бактериологического исследования антибиотикорезистентности штаммов H. pylori можно сделать следующие выводы и рекомендации:

Полученные данные о резистентности H. pylori в Санкт-Петербурге делают актуальным использование всех возможностей для повышения эффективности стандартного подхода: двойные дозы ингибиторов протонного насоса, увеличение длительности с 7 до 10–14 дней, добавление препаратов висмута и пробиотиков, поиск новых стратегий эрадикации.

Литература

За остальным списком литературы ? обращайтесь в редакцию.

В. И. Симаненков* , 1 , доктор медицинских наук, профессор
Н. В. Захарова*, доктор медицинских наук, профессор
А. Б. Жебрун**, доктор медицинских наук, профессор, член-корреспондент РАН
А. В. Сварваль**, кандидат медицинских наук
И. В. Савилова*
Р. С. Ферман**

* ГБОУ ВПО СЗГМУ им. И. И. Мечникова, Санкт-Петербург
** НИИ ЭиМ им. Пастера, Санкт-Петербург

Бактериологический посев на хеликобактер пилори — это надежный метод выявления H.pylori в желудке, один из видов инвазивной диагностики.

Что такое — хеликобактер пилори?

Патогенный микроорганизм хеликобактер пилори (Н. pylori) вызывает следующие заболевания:

хронические гастриты — воспаление слизистой оболочки желудка
хронические дуодениты — воспаление 12-ти перстстной кишки
язвенную болезнь желудка (в 70% случаев) и двенадцатиперстной кишки (в 90% случаев)
хеликобактериоз
pак желудка
лимфому желудка

Заражены 70% населения, каждый третий!

Постоянное присутствие бактерии в желудке сопровождается следующими симптомами:

боль в области желудка после еды или перед приемом пищи
периодическая тошнота и даже рвота
чувство тяжести в желудке
изжога и привкус кислого во рту
неприятный запах изо рта
вздутие кишечника

Данные симптомы не просто снижают качество жизни, заставляют принимать длительное время медикаменты, но и могут привести к раку желудка!

Поэтому правильная диагностика текущей инфекции H.pylori крайне важна!

Преимущества

высокая специфичность и чувствительность (до 100%)
подтверждает наличие текущей инфекции

Недостатки

процедура эндоскопии дискомфортна для пациента
высокая стоимость и малодоступность
качество и количество полученного материала зависят от навыков гастроэнтеролога, мест взятия ткани
время и условия транспортировки материала в лабораторию влияют на результат
длительное время получения результата (несколько дней)
возможны осложнения — кровотечения из мест биопсии, особенно при лечении препаратами ацетилсалициловой кислоты, варфарина
противопоказан при циррозе печени, хронической почечной недостаточности, сахарном диабете, сердечной недостаточности, заболеваниях системы крови

Показания

диагностика острой хеликобактерной инфекции
определить чувствительность возбудителя к антибактериальным препаратам при безуспешности проведенного ранее лечения и подбора наиболее эффективного лечения хеликобактерной инфекции

Подготовка

за 2 недели до не принимать препараты висмута (Де-Нол, Улькавис), ингибиторы протоновой помпы (омепразол, пантопразол, лансопразол), антибиотики (любые)
за 48 часов не принимать блокаторы H2-гистаминовых рецепторов (фамотидин, ранитидин), за 12 часов — антациды
не пить алкоголь за 3 дня и не курить за 8 часов до исследования
в клинику необходимо прийти в утренние часы, натщесерце — после 8 часов без пищи, разрешено пить воду не позднее 1 часа до эндоскопии

Выполнение

Для получения материала проводят фиброгастроскопию — пациент глотает зонд. Во время осмотра слизистой оболочки желудка и 12-ти перстной кишки врач специальными щипцами берет несколько (не менее 5-ти) образцов ткани, каждый из которых помещают в стерильную пробирку с транспортной средой и отправляют в лабораторию. Дальнейшие исследования проводятся в микробиологической лаборатории.

микроаэробная атмосфера — концентрация кислорода 3-7%, 5-10% углекислого газа, 0-10% водорода
кислотность 6-7
селективные и неселективные питательные среды содержащие кровь (7-10%), циклодекстрин B или яичный желток

Хеликобактер пилори растет на питательных средах медленно — 3-6 дней (до 12-ти). На 7% лизированном кровяном агаре колонии мелкие — 0,5-2 мм, круглые, без гемолиза, полупрозрачные с легким желтоватым оттенком. На кровяном агаре полупрозрачные с бледно-серым оттенком от 0,5 до 1 мм.

Микроскопия колоний H.pylori:

в очень молодых культурах H. pylori выглядят как практически прямые палочки
спустя 3-5 дней инкубации бактерии становятся плеоморфными, неправильной изогнутой формы, некоторые U-образны
в старых культурах приобретает дегенеративную коккоидную форму, плохо окрашивается по Грамму

Подтверждает принадлежность к виду хеликобактер пилори резко положительная реакция на уреазу (++++) и положительная на каталазу и оксидазы.

При необходимости исследуют чувствительность к антибиотикам.

➤ На нашем портале вы можете записаться на услугу бак посев с определением чувствительности к антибиотикам по телефону +7 (499) 116-80-04 или онлайн. У нас собраны актуальные цены и проверенные отзывы пациентов о лучших клиниках Москвы.

Обратите внимание! Информация на странице представлена для ознакомления. Для назначения лечения обратитесь к врачу.

Бактериологический посев или бак посев — лабораторный анализ различного биологического материала с определением в нем микроорганизмов, а также выявления их чувствительности к различным видам антибиотиков. Обследование необходимо для эффективной и грамотной терапии.

Чувствительность микрофлоры индивидуальна, у каждого человека бактерии реагируют по-разному даже на один вид антибактериальных препаратов. При этом такие средства влияют не только на патогенные микроорганизмы, но и на полезные бактерии. Если лечение назначено без проведения соответствующей диагностики, может получиться так, что антибиотик убьет полезную микрофлору, а возбудитель заболевания останется.

В зависимости от локализации воспаления для анализа берут различный материал: смыв из бронхов, содержимое желчного пузыря, мочу, мокроту, экссудат, кал, мазок из влагалища, уретры и т. п.

Показания к анализу

Исследование рекомендуется пройти в следующих ситуациях:

Бактериологический посев может быть назначен при любых воспалительных или инфекционных заболеваниях.

Общая информация о флоре

Микрофлора человека в нормальном состоянии представляет собой совокупность различных микроорганизмов, которые населяют кожу и слизистую. Самое большое количество бактерий находится в ЖКТ.

Если упростить, то микробы подразделяют на три группы:

патогенные — возбудители инфекционных болезней, в нормальном состоянии не обнаруживаются;
постоянные — не несут никакой угрозы, а наоборот помогают работе организма;
условно-патогенная флора — приносит вред только лишь при активном распространении.

При обнаружении нежелательных микроорганизмов сразу же определяется их чувствительность к антибиотикам.

Виды бак посева и питательные среды различны, однако, цель анализа одна — получить чистую культуру без посторонних примесей.

Как выполняется бактериологический посев

Для анализа может потребоваться разный материал: мазок из влагалища, цервикального канала, носоглотки, уретры. Также используются физиологические жидкости: мокрота, грудное молоко, слюна, желчь.

Качество исследования напрямую зависит от правильности забора, поэтому важно помнить о стерильных инструментах и посуде.

Мокроту нужно собирать натощак утром. Разрешается почистить зубы. Рекомендуется за 8-12 часов употребить большой объем воды.
До сбора мочи следует пропустить прием мочегонных средств, предварительно согласовав это с лечащим врачом. Обязательны тщательные гигиенические процедуры.
Перед забором мазка из зева и носа нельзя есть и пить, а также чистить зубы.
Женщины должны сдавать урогенитальный мазок до менструального кровотечения или через пять дня после его завершения.
Забор кала производится стерильной лопаточкой в стерильную посуду. Желательно использование утренней порции.

Исследование выполняется в лаборатории. Материал переносят на особые питательные среды, а затем помещают их в термостат для роста и размножения бактерий.

На контрольном осмотре оценивается цвет, плотность и форма колоний, а затем проводится подсчет возбудителей. При обнаружении патогенных организмов сверху на них накладывается диски, пропитанные антибиотиками. Результат покажет, какое средство способно справиться с бактериями.

На руки пациенту выдадут заключение, где будет указано:

название возбудителя;
концентрация микроорганизма и норма;
патогенность.

Кроме этого создается антибиотикограмма, в которой указана чувствительность выделенного микроорганизма к различным антибактериальным препаратам.

Результаты готовятся от двух до семи дней.

Стоимость анализа зависит от материала исследования, в среднем бак посев с определением чувствительности к антибиотикам стоит 1600 рублей.

Как выбрать клинику для проведения диагностики и записаться через DocDoc

На портале DocDoc собрана большая база клиник, чтобы выбрать хороший медицинский центр, стоит изучить ключевые параметры:

оборудование — узнайте, если у клиники собственная лаборатория или материал отправляют для исследований в другое место;
отзывы — узнайте, какое мнение уже сложилось у клиентов об обслуживании;
месторасположение — чтобы анализ был достоверный, важно принести материал не позже 3-4 часов после забора, согласитесь, что ехать через весь город для этого нецелесообразно;
цена — некоторые центры предлагают скидки или бонусные программы.

Показания к обследованию. Хронический гастрит, язвенная болезнь желудка и двенадцатиперстной кишки, лимфомы, рак желудка.

Материал для исследований. Биоптаты слизистой оболочки желудка и двенадцатиперстной кишки; образцы фекалий, желудочный сок, зубной налет, сыворотка крови.

Этиологическая лабораторная диагностика включает посев клинического материала с дальнейшей культуральной и биохимической идентификацией возбудителя, определением антибиотикочувствительности; выявление ДНК микроорганизма; обнаружение специфических АТ к АГ Helicobacter pylori. Скрининговые экспресс тесты, такие как определение уреазной активности возбудителя в биоптатах желудка, гистологическое исследование биоптатов, дыхательные тесты, носят ориентировочный характер.

Сравнительная характеристика методов лабораторных исследований. Посев биопсийного материала слизистой оболочки желудка, полученного при эндоскопическом обследовании, является наиболее информативным из используемых методов, он позволяет проводить дополнительные исследования (определение чувствительности микроорганизма к антибиотикам), однако высокая трудоемкость такой диагностики делает ее малораспространенной. Принадлежность выделенной культуры к роду Helicobacter оценивается на основании морфологии колоний и культуры в мазке, окрашенном по Граму, а также по ферментативным свойствам (продукция уреазы, каталазы и оксидазы). Дифференциальная диагностика H.pylori проводится с Сampylobacter jejuni.

Наибольшее распространение на практике получили экспресс-методы исследования биоптатов слизистой желудка, основанные на выявлении уреазной активности микроорганизмов, присутствующей в таких препаратах. По диагностической специфичности и чувствительности они уступают прямым методам выявления возбудителя, кроме того, требуют инвазивной процедуры получения биоптатов при эндоскопии. Чувствительность и специфичность данных тестов существенно варьирует при использовании реагентов разных производителей.

Выявление ДНК методом ПЦР в сравнении с быстрыми уреазными тестами обладает более высокой чувствительностью и специфичностью, в сравнении с культуральными исследованиями – меньшей трудоемкостью, с гистологическими исследованиями – меньшей субъективностью. Наборы реагентов для диагностики инфекции с использованием ПЦР предназначены как для обнаружения ДНК H.pylori, так и для характеристики генов, кодирующих факторы вирулентности патогена.

Выявление в сыворотке крови пациента специфических АТ к АГ микроорганизма используется для первичной диагностики инфекции. Недостатком такого способа диагностики является отсутствие возможности контролировать результаты этиотропного лечения после его окончания, так как уровень специфических АТ медленно снижается после эрадикации H.pylori. При первичной диагностике инфекции положительный результат обнаружения АТ, клинические симптомы и эндоскопически выявленная язвенная болезнь желудка/двенадцатиперстной кишки или эрозивный гастрит достаточны для обоснования диагноза и использование дополнительных методов диагностики не требуется. В Европейских странах выявление АТ методом ИФА является наиболее распространенным методом диагностики инфекции Helicobacter pylori, позволяющим диагностировать наличие возбудителя без эндоскопического обследования.

Показания к применению различных лабораторных исследований. Посев материала, отобранного с использованием инвазивных процедур, с дальнейшей культуральной и биохимической идентификацией возбудителя, выполняют по клиническим показаниям. Выявление АТ используют для первичного скрининга.

Особенности интерпретации результатов лабораторных исследований. Выявление возбудителя культуральным методом или обнаружение ДНК возбудителя методом ПЦР являются достоверным подтверждением инфицированности. Обнаружение АТ к H.pylori свидетельствует об инфицированности данным возбудителем и может указывать на хронический гастрит типа В, язвенную болезнь желудка и двенадцатиперстной кишки. Уровень специфических АТ коррелирует с массивностью обсеменения слизистой желудка H.pylori и патоморфологической картиной процесса. Обнаружение АТ выявляют факт инфицирования при манифестных, субклинических формах, а также в стадиях ремиссии заболевания. Терапию не назначают на основании результатов выявления АТ к H.pylori, для уточнения диагноза рекомендуется проведение эндоскопического исследования.

При выявлении специфических АТ могут быть получены ложноотрицательные результаты, обусловленные несколькими причинами: особенностями иммунной системы пациента, не вырабатывающей АТ к АГ H.рylori, взятием проб крови на исследование на ранней стадией инфицирования возбудителем, недостаточной чувствительностью используемого метода. Ложноположительный результат может быть получен у новорожденных (трансплацентарная передача АТ от матери); после санации (эрадикации возбудителя и достоверном отсутствии его в тканях по результатам бактериологического исследования) в течение 6 месяцев.

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, пользовательских данных (сведения о местоположении; тип и версия ОС; тип и версия Браузера; тип устройства и разрешение его экрана; источник откуда пришел на сайт пользователь; с какого сайта или по какой рекламе; язык ОС и Браузера; какие страницы открывает и на какие кнопки нажимает пользователь; ip-адрес) в целях функционирования сайта, проведения ретаргетинга и проведения статистических исследований и обзоров. Если вы не хотите, чтобы ваши данные обрабатывались, покиньте сайт.

! Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, пользовательских данных (сведения о местоположении; тип и версия ОС; тип и версия Браузера; тип устройства и разрешение его экрана; источник откуда пришел на сайт пользователь; с какого сайта или по какой рекламе; язык ОС и Браузера; какие страницы открывает и на какие кнопки нажимает пользователь; ip-адрес) в целях функционирования сайта, проведения ретаргетинга и проведения статистических исследований и обзоров. Если вы не хотите, чтобы ваши данные обрабатывались, покиньте сайт.

Читайте также: