Ниациновый тест при туберкулезе

10. Подтверждение принадлежности, выделенной культуры микобактерий к комплексу М. tuberculosis на основании специальных лабораторных тестов, является обязательным.

11. Первичная идентификация микобактерий комплекса М. tuberculosis от нетуберкулезных микобактерий осуществляется по следующим культуральным характеристикам: скорость роста на плотных питательных средах; пигментообразование; морфология колоний; наличие кислотоустойчивости; температура роста. Для дифференциации микобактерий комплекса М. tuberculosis, к которому относятся следующие виды микобактерий: М. tuberculosis, М. bovis, M. africanum, M. Microti, от медленнорастущих нетуберкулезных кислотоустойчивых микобактерий применяются следующие основные биохимические тесты:

тест на наличие способности продуцировать никотиновую кислоту (ниациновый тест);

тест на наличие нитратредуктазной активности;

тест на наличие термостабильной каталазы;

тест на наличие роста на среде с натрием салициловокислым (1 мг/мл) (или рост на среде, содержащей 500 мкг/мл паранитробензойной кислоты; рост на среде, содержащей 5% хлорида натрия).

12. Для дифференциации М. tuberculosis и М. bovis учитываются результаты следующих проб:

тест на наличие нитратредуктазы;

тест на наличие пиразинамидазы;

определение видовой принадлежности молекулярно-генетическим исследованием (Geno Type MTB ® DR).

13. Для определения лекарственной устойчивости МБТ к противотуберкулезным препаратам первого и второго ряда применяют метод пропорций на среде Левенштейна-Йенсена (далее – Л-Й).

14. Устойчивость тестируемых штаммов определяется отношением числа колоний, выросших на среде с лекарствами к числу колоний, выросших на среде без лекарств. Этот показатель позволяет узнать процент устойчивых мутантов в общей популяции жизнеспособных колониеобразующих единиц.

15. Критические концентрации лекарственных препаратов в среде Л-Й:

Изониазид - 0,2 мкг/мл; Стрептомицин - 4,0 мкг/мл; Рифампицин - 40 мкг/мл; Этамбутол - 2,0 мкг/мл; Офлоксацин - 2 мкг/мл; Амикацин - 20 мкг/мл; Капреомицин - 20мкг/мл; Этионамид - 20 мкг/мл; Циклосерин - 20 мкг/мл; ПАСК - 1,0 мкг/мл; Канамицин - 20 мкг/мл.

16. При приготовлении среды с препаратами учитывается активность препарата, которая может варьировать от одной партии/серии лекарств к другой, в зависимости от его производителя. Эти сведения приводятся на этикетках контейнеров, упаковках или предоставляются производителем.

17. Пробирки в термостате хранят в наклонном положении с неплотно прикрытыми крышками при температуре 37 0 C, до появления видимого роста на среде без лекарств, затем в течение 4-6 недель с закупоренными пробками.

18. Интерпретация результатов. Критерием устойчивости является 1,0% роста бактериальной популяции для всех препаратов. Через 4 недели инкубации рост на среде, не содержащей лекарства, инокулированной из суспензии 10 -4 , сравнивают с ростом на среде с препаратом, инокулированным из суспензии 10 -2 . Если число колоний больше на среде, содержащей лекарство (равен или превышает 1%), тестируемый штамм считается устойчивым.

к Инструкции по организации

и осуществлению профилактических

мероприятий по туберкулезу

Проведение культуральной диагностики туберкулеза на автоматизированной системе BАСТЕС MGIT – 960 с использованием жидких сред в лабораториях ПТО

1. Культуральная диагностика туберкулеза с использованием жидких сред осуществляется на автоматизированной системе BАСТЕС MGIT – 960. В случае роста МБТ (до уровня 105-106 КОЕ на 1 мл среды) прибор оценивает пробу как положительную и подает световой и/или звуковой сигнал. При отсутствии роста в течение шести недель (42 дня) прибор оценивает пробу как отрицательную.

2. Посевы на жидкие среды выполняются в ламинарном боксе II класса защиты. Пробирки перед работой маркируют, обращая внимание на то, чтобы маркировочная запись не попала на штрих-код пробирок.

3. При обнаружении изменений в питательной среде в отрицательных пробирках, готовят мазки для микроскопического исследования и проводят посев материала на кровяной агар (для контроля контаминации) и на среду Л-Й.

6. Допустимый уровень контаминации для плотных питательных сред 3-5%, для жидких питательных сред – 7-8%.

7. Для идентификации видов микобактерий используются следующие критерии:

1) интенсивность роста: M.tuberculosis, M. bovis и, в определенной степени, M.kansasii растут медленно по сравнению с нетуберкулезными микобактериями;

2) при росте в жидкой среде МБТ принимают грануловидную форму, большинство нетуберкулезных микобактерий чаще образуют легкую однообразную замутненность среды (кроме M. kansasii);

3) в мазке, сделанном из положительного бульона MGIТ, микобактерии туберкулезного комплекса образуют ярко выраженные сгустки и змеевидные нити (корд-фактор), тогда как нетуберкулезные бактерии образуют разрозненные небольшие сгустки и нити, либо единичные клетки.

8. Постановка ТЛЧ:

1) ТЛЧ к противотуберкулезным препаратам первого и второго ряда на аппарате BАСТЕС MGIT – 960 проводятся на основе метода пропорций. Для ТЛЧ используются более низкие концентрации чистых субстанций ПТП, чем на плотных средах (во избежание ложных результатов чувствительности): стрептомицин – 1,0 мкг/мл; изониазид – 0,1 мкг/мл; рифампицин – 1,0 мкг/мл; этамбутол – 5,0 мкг/мл;

2) засеянные пробирки ставят в специальные держатели для постановки лекарственной чувствительности в строгой последовательности: контроль, стрептомицин, изониазид, рифампицин, этамбутол.

9. Учет результатов: по завершении теста (14-21 день) на приборе появляется сообщение о готовности результатов. Для их получения сканируют штрих-код держателя и распечатывают отчет, в котором указаны результаты ТЛЧ к каждому лекарственному препарату: чувствительный (S); резистентный (R), результат теста не определен или ошибка (X).

Прибор интерпретирует результаты, когда единица роста (GU) в контроле роста достигает значения 400 (в течение 4-13 дней). Показатели единицы роста флакона с лекарственным препаратом оцениваются:

S – единица роста пробирки с лекарственным препаратом составляет не менее 100;

R – единица роста пробирки с лекарственным препаратом составляет 100 и более;

Х – неясные результаты, получаемые при определенных обстоятельствах, которые влияют на процедуру теста (например, при достижении единицей роста контрольного образца величины > 400 менее чем за 4 дня). В таком случае тест необходимо повторить с чистой, активно растущей культурой, которая подтверждена как комплекс M. tuberculosis.

Некоторые лекарственно-устойчивые штаммы растут в среде очень медленно, и со стандартным инокулятом результаты могут быть не достигнуты в течение 13 дней. В таком случае необходимо повторить исследование.

10. Тесты на чувствительность к пиразинамиду:

ТЛЧ к пиразинамиду требует соблюдения особых условий к уровню рН среды (in vitro пиразинамид активен только в кислой среде) и для аппарата BАСТЕС MGIT - 960 разработан тест, в котором рН среды не превышает 6,0; концентрация пиразинамида для компенсации рН увеличена до 100 мкг/ мл;

11. ТЛЧ к препаратам второго ряда.

Готовые наборы для ТЛЧ к препаратам второго ряда отсутствуют.

Реагенты: проводится расчет критических концентраций субстанции ПТП второго ряда. Препараты, полученные после разведения дистиллированной водой или соответствующим растворителем, с помощью автоматической пипетки добавляют по 0,1мл (100 мкл) в промаркированные пробирки MGIT. Подготовка культуры для ТЛЧ и сам тест проводится аналогично вышеописанным процедурам постановки к ПТП первого ряда.

Концентрации ПТП второго ряда: амикацин – 1,0 мкг/мл; капреомицин – 2,5 мкг/мл; офлоксацин – 2,0 мкг/мл; этионамид – 5,0 мкг/мл.

При расчете учитывается количество активного вещества в 1 г субстанции:

1) первичное разведение офлоксацина и этионамида проводится диметилсульфоксидом (DMSO).

2) препараты для хранения дозируются объемом не менее 0,5 мл (3-4 ТЛЧ) с учетом потери при хранении.

к Инструкции по организации

и осуществлению профилактических

мероприятий по туберкулезу

Проведение молекулярно-генетических методов диагностики туберкулеза и определения лекарственной чувствительности (GenoType ® MTBDR и Xpert MTB/RIF)

1. Устойчивость к рифампицину закодирована в единственном гене rpoB, отвечающим за активность РНК, устойчивость к изониазиду контролируется мутациями сразу в четырех генах – katG, inhA, ahpC и oxyR, используется набор GenoType ® MTBDR plus- тест.

2. Идентификация устойчивости к рифампицину проводится на основании выявления мутаций в гене rpoB (кодирующем бета-субъединицу РНК полимеразы). Идентификация высокого уровня устойчивости к изониазиду проводится на основании выявления мутаций в гене katG (кодирующем выработку каталазы-пероксидазы), тогда как низкий уровень устойчивости к этому препарату выявляется на основании выявления мутаций в регионе промотора гена inhA (кодирующего NADH-Enoyl-АТФ-редуктазу).

3. Набор GenoType ® MTBDR sl-тест позволяет в течение 2-х дней выявлять мутации в генах МБТ, ответственных за устойчивость к аминогликозидам и фторхинолонам, т.е. выявлять у больных наличие ШЛУ ТБ задолго до получения результатов бактериологического анализа.

Генно-молекулярная технология Xpert MTB/RIF

4.Xpert MTB/RIF – полностью автоматизированная система, проводящая реакцию полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени, в ходе которой происходит одновременная детекция ДНК MTB комплекса и мутации гена в кодоне rpoB, ассоциированного с резистентностью к рифампицину в течение 2 часов.

5.Система Xpert MTB/RIF включает в себя компьютер, сканер для считывания штрих-кода и одноразовые картриджи, содержащие в себе реагент для проведения исследований.

6. Материалы, подлежащие исследованию: мокрота, бронхоальвеолярный смыв, спинномозговая жидкость, лимфатические узлы или другие ткани.

7. Объем мокроты для исследования – 3-5 мл. Каждый образец должен быть правильно промаркирован, как минимум универсальным идентификационным номером. Этот номер также указывается в лабораторной форме результата исследования и в лабораторном журнале. Образец не должен содержать кусочки пищи или другие плотные включения.

8. Картриджи для Xpert MTB/RIF и реагенты хранятся при температуре 2–28 C. Картриджи сохраняют свои стабильные свойства до 7 календарных дней после открытия упаковки.

9. Реагенты и картриджи после истечения срока годности не используются.

10. Выдача результатов:

МБТ не обнаружен (отрицательный результат);

МБТ обнаружен, Rif resistance не обнаружен (положительный результат, рифампицин чувствительный);

МБТ обнаружен, Rif resistance обнаружен (положительный результат, рифампицин устойчивый);

МБТ обнаружен, Rif resistance не определен (положительный результат, устойчивость к рифампицину определить не удалось, это свидетельство того, что генетического материала микробной клетки было недостаточно).

При лабораторной диагностике туберкулеза недостаточно дать ответ, констатирующий, обнаружены или нет тем или иным методом микобактерий туберкулеза. Для клиники туберкулеза, детального представления о характере микобактериальной популяции и определения прогноза заболевания необходимо изучение различных свойств культур, выделенных от больного: лекарственной чувствительности, ферментативной активности, вирулентности, видовой принадлежности. В некоторых случаях необходимо дифференцировать выделенные культуры и установить характер атипичных культур. Все это обусловливает то разнообразие исследований, которые необходимо проводить при лабораторной диагностике туберкулеза.

Определение лекарственной чувствительности выделенных штаммов микобактерий является необходимым и весьма важным этапом микробиологических исследований. Развитие лекарственной устойчивости обусловлено многими факторами: селекцией устойчивых вариантов в микобактериальной популяции, вегетирующей в организме больного; индукцией противотуберкулезными препаратами или антибиотиками, применяемыми в процессе химиотерапии; передачей эписомного R-фактора чувствительным особям (нехромосомная устойчивость) и др. Следует отметить, что снижение чувствительности микобактерий туберкулеза отмечается ко всем противотуберкулезным препаратам, однако оно может отличаться по степени, характеру, частоте и скорости появления. Известно, что из патологического материала от больных туберкулезом выделяются неоднородные по лекарственной чувствительности микобактерий: устойчивые к одному лекарственному препарату, или моноустойчивые, варианты с истинной двойной или полиустойчивостью, а также смесь вариантов, устойчивых к различным препаратам.

Определение спектра и степени чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам имеет важное значение для тактики химиотерапии больных, контроля за эффективностью лечения и определения прогноза заболевания. Степень лекарственной чувствительности микобактерий туберкулеза определяется в соответствии с установленными критериями, которые зависят как от противотуберкулезной активности лекарственного препарата, так и его концентрации в очаге поражения, величины максимальной терапевтической дозы, фармакокинетики препарата и др.

Определение лекарственной чувствительности в настоящее время проводится бактериологическими методами — методом разведений на плотной питательной среде и методом разведений (или абсолютных концентраций) на жидких питательных средах. Имеется много модификаций обоих методов. В качестве унифицированного в России применяют рекомендованный Комитетом по химиотерапии ВОЗ метод определения лекарственной чувствительности микобактерий на плотной среде Левенштейна — Йенсена (без крахмала), в которую перед свертыванием добавляют различные концентрации препаратов. Минимальный набор состоит из 2—3 пробирок с разными концентрациями каждого из используемых в данной клинике препаратов, одной контрольной пробирки со средой без препарата.

Этот метод достаточно точен. Он позволяет применять патологический материал, содержащий любое количество микобактерий, поскольку для определения лекарственной чувствительности используются микобактерий, предварительно выделенные из патологического материала. Поскольку сроки выделения возбудителя на питательных средах составляют не менее 1—1,5 мес, результаты определения лекарственной чувствительности указанным методом можно получить не ранее чем через 2—2,5 мес после забора материала. В этом заключается один из основных недостатков метода. Описанный метод определения лекарственной чувствительности микобактерий после выделения их чистой культуры получил название непрямого метода.

При массивном бактериовыделении (не менее 1—5 микобактерий в каждом поле зрения) применяют прямое определение лекарственной чувствительности при выделении возбудителя непосредственно из патологического материала. Для этого используют метод глубинного посева и метод культивирования на стеклах в жидких питательных средах. Эти методы более трудоемки, требуют дополнительного приготовления мазков, окраски и микроскопирования последних и, кроме того, менее точны, так как невозможно дозировать засев микобактерий. Однако результаты можно получить в более короткие сроки (через 12 дней). Практикуется также прямое определение лекарственной устойчивости на плотных средах, в этом случае результаты можно получить через 3 нед.

Лекарственно-чувствительные штаммы дают рост на средах с препаратами в пределах определенной концентрации, различной для каждого препарата. Штаммы, которые растут при соответственно более высоком содержании этих препаратов в питательной среде, относят к лекарственно-устойчивым. Устойчивость определяют по наличию макроскопически видимого роста на плотных и микроскопического роста — на жидких средах.

Устойчивость данного штамма в целом выражается той максимальной концентрацией препарата (количество микрограмм в 1 мл питательной среды), при которой еще наблюдается размножение микобактерий (по числу макроколоний при посеве на плотные среды и микроколоний при посеве на жидкие среды). Лекарственно устойчивые микроорганизмы способны размножаться при таком содержании препарата в среде, которое оказывает на чувствительные особи бактериостатическое или бактерицидное воздействие. При определении лекарственной устойчивости микобактерий на плотных средах культура считается чувствительной к той концентрации препарата, которая содержится в среде, если число колоний микобактерий, выросших на одной пробирке с препаратом, не превышает 20. Только при наличии более 20 колоний культура расценивается как устойчивая.

Для различных препаратов установлена определенная предельная концентрация, при которой еще наблюдается размножение чувствительных к этому препарату микобактерий. Границей, или критерием устойчивости, называют те первые концентрации препарата в питательной среде, выраженные в микрограммах на 1 мл, при которых начинают размножаться устойчивые особи. Для плотной среды Левенштейна—Йенсена установлены следующие концентрации (мкг/мл):

• стрептомицин — 5;
• изониазид — 1;
• этионамид — 30;
• протионамид — 30;
• циклосерин — 50;
• канамицин — 30;
• флоримицин (виомицин) — 30;
• тиоацетазон (тибон) — 2;
• этамбутол — 2;
• рифампицин — 20.

Наряду с анализом лекарственной чувствительности все выделенные при посеве медленно растущие штаммы микобактерий подлежат первичной идентификации для определения их видовой принадлежности (М. tuberculosis, М. bovis, М. africanum, М. microti), так как принадлежность возбудителя к тому или иному виду существенно влияет на тактику химиотерапии, прогноз заболевания и др. Одним из основных лабораторных тестов, позволяющих дифференцировать М. tuberculosis и М. bovis и микобактерии всех других видов, служит ниациновый тест. Он основан на уникальной способности микобактерии человеческого типа синтезировать ниацин (никотиновую кислоту) в значительно больших количествах, чем микобактерии бычьего типа и нетуберкулезные микобактерии.

Биологическая проба. При отрицательных результатах бактериоскопии и посева материала, исследуемого на микобактерии туберкулеза, если все же подозревается туберкулез, ставят опыты на животных (так называемая биологическая проба). Это наиболее чувствительный метод выявления возбудителя туберкулеза. Самым чувствительным к туберкулезной инфекции лабораторным животным является морская свинка. Считается, что заражение морской свинки позволяет диагностировать туберкулез даже при наличии в материале, использованном для заражения, 1—5 микробных клеток.

Биологический метод широко применяется в диагностике туберкулеза со времени открытия возбудителя этой инфекции. Он не потерял своей ценности и в настоящее время. Более того, сейчас этот метод с успехом применяется для выявления не только типичных неизмененных, но и разнообразных биологически измененных форм возбудителя, в частности L-трансформированных и фильтрующихся форм. Кроме того, этот метод является основным при определении видовой принадлежности микобактерии, их вирулентности, изучении патогенности атипичных культур. Он широко используется для воспроизведения туберкулеза отдельных органов, исследования аллергических реакций, иммунитета и эффективности химиотерапии при туберкулезе. В последние годы метод применяется при проведении биологических пассажей в процессе изучения биологически измененных форм возбудителя в целях получения биологической реверсии.

При любом методе заражения морских свинок микобактериями туберкулеза у животных развивается генерализованный туберкулезный процесс, заканчивающийся гибелью. Однако следует иметь в виду, что возбудители туберкулеза, устойчивые к препаратам изоникотиновой кислоты, вследствие снижения или потери вирулентности могут не вызывать заболевание у морских свинок и дать отрицательные результаты биологической пробы при одновременном наличии роста на питательных средах при посеве. Это обстоятельство диктует необходимость дифференцированного подхода к результатам биологической пробы и одновременного использования метода посева при проведении заражения животного в диагностических целях.

Для повышения частоты обнаружения микобактерий туберкулеза в патологическом материале многие авторы используют, помимо подкожного, интратестикулярное заражение. При этом в патологическом материале удается чаще выявлять изониазидоустойчивые слабовирулентные микобактерий. Кроме того, для повышения чувствительности биологического метода рекомендуется искусственно снижать естественную резистентность морских свинок ежедневным введением больших доз кортизона (12,5 мг), что позволяет повысить результативность биологической пробы на 15—29% (по данным разных исследователей). Наконец, результативность биологической пробы можно повысить, применяя метод последовательных биологических пассажей. Для этого заражение каждой последующей морской свинки производится гомогенатом органов от предыдущего животного, использованного в биологической пробе. По мере увеличения числа пассажей нарастает выраженность специфических изменений в органах.

Следует подчеркнуть, что особую ценность биологическая проба представляет для диагностического исследования олигобациллярного материала.

Перед заражением морским свинкам с массой 200—250 г ставят реакцию Манту, вводя 0,02 мл альттуберкулина Коха внутрикожно в наружную поверхность бедра, освобожденную от волосяного покрова; контроль — введение такого же количества бульона в другую лапку. При отрицательной реакции через 48 ч свинку можно брать в опыт. Для заражения в диагностических целях можно использовать различный патологический материал: мокроту, мочу, промывные воды, отделяемое ран и др. Исследуемый материал обычно обрабатывают 3% раствором серной кислоты так же, как и для посева. Затем осадок 2 или (лучше) 3 раза отмывают стерильным изотоническим раствором NaCl и центрифугируют. Такое отмывание является обязательной процедурой, поскольку при попадании кислоты животному под кожу может развиться некроз. К отмытому осадку добавляют изотонический раствор NaCl и вводят эту смесь под кожу правой паховой области. За свинками проводят систематическое наблюдение, проверяя появление местного инфильтрата в месте введения материала, изъязвление этого инфильтрата, состояние регионарных лимфатических узлов и места введения материала; повторно ставят реакцию Манту. То же повторяют через 6 нед и далее. При положительных туберкулиновых пробах и наличии местных изменений свинок забивают через 1—1,5 мес, при отсутствии признаков развивающегося туберкулеза — через 3 мес.

Туберкулиновые пробы при наличии туберкулезного процесса становятся положительными через 2 нед — 1 мес после заражения.

На вскрытии свинок, погибших от туберкулеза, наблюдается картина генерализованного туберкулеза. Если при заражении в материале были слабовирулентные микобактерии туберкулеза, то развитие процесса может ограничиться увеличением лимфатических узлов и единичными очажками в органах. Во время вскрытия делают мазки-отпечатки из органов для бактериоскопических исследований. Кроме того, кусочки лимфатических узлов, селезенки, печени и легких вырезают стерильным инструментом, помещают в стерильную ступку, гомогенизируют и засевают на плотные питательные среды. Посевы производят обязательно при отсутствии в органах макроскопически видимых изменений туберкулезного характера. Кроме того, в сомнительных случаях проводят гистологическое исследование тканей.

Для оценки распространенности и характера туберкулезного поражения у морских свинок предложено несколько схем учета макроскопических изменений в органах. Наибольшее распространение в нашей стране получили схемы, разработанные М.В. Триус и Ю.К. Вейсфейлером. По этим схемам специфические изменения в органах и лимфатических узлах оцениваются в зависимости от степени их выраженности плюсами, которые затем переводятся в цифровые показатели.

Микробиологическая диагностика b-трансформированных и фильтрующихся вариантов микобактерии. Все изложенное выше касается разнообразных методов выявления и идентификации классических бактериальных форм возбудителя туберкулеза, не учитывая многообразные формы, возникшие в результате морфологической, тинкториальной и биологической изменчивости микобактерии.

В настоящее время традиционные методы выделения микобактерии туберкулеза все меньше удовлетворяют нужды клиники, так как информативность микробиологических исследований явно недостаточна. Применяемые методы малоэффективны и не позволяют составить представление об истинном состоянии микобактериальной популяции, вегетирующей в организме больного. Это объясняется, с одной стороны, недостаточной чувствительностью ряда методов, а с другой (в значительно большей степени), тем, что большинство таких методов не позволяет выявить возбудитель, находящийся в b-трансформированном состоянии.

b-трансформация

b-трансформация — закономерный этап жизненного цикла микобактерии.
b-формы — это варианты бактерий с дефектом клеточной стенки. Им придают особое значение в патологии человека и животных в связи с их способностью длительно существовать в макроорганизме и реверсировать в исходный вид с восстановлением свойственной ему вирулентности. Возможность попеременного или одновременного существования возбудителя в бактериальной и b-форме не только значительно затрудняет диагностику, но и влияет на развитие эпидемического процесса, создавая ложное впечатление об абациллировании источников и стерилизации очагов инфекции.

Таким образом, результаты бактериологических исследований, рассчитанных на выделение только бактериальных форм возбудителя, не могут служить основанием для исключения туберкулезной инфекции и должны дополняться данными, полученными специальными методами, которые направлены на выявление b-форм микобактерий. Последние, как известно, являются закономерно существующей формой возбудителя при разных клинических проявлениях туберкулезного процесса, а также основной формой персистирования микобактерий.

Установлено, что b-трансформация микобактерий закономерна и при использовании специальных методов исследования она может быть выявлена. Из-за биологических особенностей b-форм, для которых характерны резко измененная морфология бактериальных клеток и сниженный метаболизм, выделение их требует специальных методов культивирования и идентификации. b-формы могут обнаруживаться в виде гигантских зернистых тел, скоплений различных по размеру, гомогенности и оптической плотности шаров, гранул, сферопластоподобных образований, светопреломляющих тел и др, b-фюрмы и близкие к ним варианты возбудителя туберкулеза характеризуются повышенной хрупкостью и требуют применения особых методов выделения и условий культивирования: щадящих методов обработки материала, элективных питательных сред, наличия нативных белков и осмотических стабилизаторов.

b-формы выделяются преимущественно у больных, недавно прекративших выделять бактериальные формы. У данного контингента больных с сохранившимися полостями деструкции и воспалительными изменениями в легочной ткани выделение b-форм продолжается еще в течение 3—4 мес и более после прекращения выделения бактериальных форм. Таким образом, целенаправленные поиски b-форм микобактерий показаны у больных, не выделявших или прекративших выделять бактериальные формы, но имеющих явные клинические признаки активного туберкулезного процесса. К таким признакам относится наличие участков деструкции легочной ткани, каверн с неравномерно широкими стенками и с эволютивными воспалительными изменениями в окружающей легочной ткани.

Поиски b-форм микобактерий туберкулеза должны проводиться повторно, многократно, так как выделение их носит периодический характер. В настоящее время разработаны и применяются разнообразные методы микробиологической диагностики b-трансформированных вариантов: бактериоскопические, культуральные, биологические, серологические, иммунофлюоресцентные, гистологические. Разработаны методические основы культурального выделения b-форм, сконструированы элективные питательные среды, предложены методы обработки материала, подобраны адекватные детергенты и осмотические стабилизаторы, разработана схема посева и контролей. Предложены методы окраски b-форм в чистой культуре и патологическом материале; разработаны стандартные и ускоренные методы реверсии и др. Все это позволяет выделять b-формы из разнообразного патологического материала и устанавливать их видовую специфичность.

Исследованиями последних лет (А.Г. Хоменко, В. И. Голышевская) установлено, что при многих клинических проявлениях туберкулеза (особенно на фоне длительной комбинированной химиотерапии) в организме больных и экспериментальных животных обнаруживаются и ультрамелкие формы возбудителя, проходящие через бактериальные фильтры. Частота обнаружения этих микроорганизмов варьирует в зависимости от формы процесса и особенно от лекарственного режима.

Для выделения ультрамелких форм разработаны культуральный и биологический методы. Основной принцип этих методов заключается в том, что исследованию подвергается материал, последовательно профильтрованный через мембранные фильтры с размером пор 0,65; 0,45 и 0,22 мкм. При этом исследуемый субстрат полностью очищается от бактериальных форм возбудителя, осколков микобактерий и других вариантов изменчивости, в материале остаются только фильтрующиеся формы. Полученный фильтрат засевают на специальные питательные среды или вводят морской свинке. Результаты оценивают по данным бактериоскопии мазков, приготовленных из культивированного фильтрата или в результате реверсии возбудителя в бактериальную форму.

Ниацин (производное никотиновой кислоты) играет чрезвычайно важную роль в осуществлении всех окислительно-восстановительных реакций, происходящих в клетках кислотоустойчивых микобактерий. Ниацин продуцируют все микобактерии, однако исследования показали, что у М.tuberculosis в результате блокирования ряда метаболических путей никотиновая кислота накапливается в больших количествах, во много раз превышающих ее содержание в клетках микобактерий других видов. Ниацинотрицательные штаммы М.tuberculosis встречаются чрезвычайно редко. В то же время ниациновый тест не должен использоваться как единственный для идентификации М.tuberculosis, так как отдельные штаммы М.bovis, в том числе и субштаммы BCG, а также некоторые виды нетуберкулезных микобактерий (М.simiae, М.chelonae chemovar niacinogenes) обладают относительно высокой способностью синтезировать ниацин и давать положительную реакцию. Это указывает на необходимость при дифференциации выделенных микобактерий не ограничиваться только ниациновой пробой, а использовать весь рекомендованный выше комплекс реакций.

Принцип метода. Ниациновая проба основана на том, что продуцируемая микобактериями никотиновая кислота, вступая в реакцию с цианистыми соединениями, дает ярко-желтое окрашивание. Наибольшее количество никотиновой кислоты обнаруживается у штаммов, выращенных на среде Левенштейна-Йенсена, поэтому именно эта среда используется для проведения ниациновой пробы. Подлежащая дифференциации культура микобактерий должна быть выращена на среде Левенштейна-Йенсена в течение не менее 3-4 недель и должна иметь достаточно массивный (не менее 50 колоний) рост.

При отрицательном результате реакции следует повторить ее после 6 или более недель инкубации посева, так как возможно, что молодая культура микобактерий не выделила достаточное для реакции количество никотиновой кислоты.

При постановке ниациновой пробы необходимо иметь в виду, что М.tuberculosis выделяют продуцируемую ими никотиновую кислоту в питательную среду, на которой они выращиваются. В связи с этим при наличии на поверхности косяка с питательной средой сливного роста микобактерий возможен ложноотрицательный результат реакции, так как экстрагирующий ниацин реактив не всегда может проникнуть в глубь питательной среды. Для облегчения проникновения экстрагирующего реактива в питательную среду необходимо при наличии на ее поверхности сливного роста микобактерий либо снять и удалить часть колоний, либо проколоть поверхность культуры.

Реакция требует свободного доступа кислорода на протяжении всего исследования, поэтому следует пользоваться либо ватно-марлевыми пробками, либо специальными металлическими колпачками, обеспечивающими свободный доступ воздуха в пробирку.

Ниациновый тест можно выполнять либо с растворами химических реактивов, приготавливаемыми непосредственно перед постановкой пробы, либо с заранее приготовленными в лабораторных условиях или коммерческими бумажными полосками.

Ниациновый тест с растворами химических реактивов требует соблюдения максимальной осторожности, так как цианистые соединения чрезвычайно токсичны при ингаляции паров и вызывают слезотечение, а анилин обладает онкогенным воздействием и способен проникать через кожный барьер. Пробу следует проводить только в вытяжном шкафу! Эти обстоятельства ограничивают применение ниациновой пробы с растворами химических реактивов.

В большинстве бактериологических лабораторий для постановки ниациновой пробы пользуются специально приготовленными бумажными полосками. Преимущество этого метода заключается в использовании вместо цианистых соединений роданистого калия - вещества более безопасного и доступного для бактериологических лабораторий, а также в быстроте реакции, позволяющей через 3-4 часа получить ответ о принадлежности выделенной на плотной питательной среде культуры к микобактериям человеческого вида или к другим микобактериям.

Следует иметь в виду, что из-за нестабильности растворов и реагентов необходимо строго соблюдать правила хранения и сроки использования как растворов и реагентов, так и бумажных полосок. В сомнительных случаях реагенты и полоски должны сравниваться со свежеприготовленными.

Реактивы для пропитывания бумажных полосок:

Раствор 1. 20% раствор ПАСК (парааминосалициловой кислоты)

В пробирку с 1,75 мл 96° этанола добавляют 0,25 мл диметилсульфоксида и 400 мг ПАСК.

Смесь подогревают на водяной бане при 56°С в течение 5-10 минут при периодическом встряхивании до полного растворения ПАСК.

Раствор 2. 60% раствор роданистого калия Навеску 1,5 г роданистого калия растворяют в пробирке с 2,5 мл 8% раствора лимонной кислоты

(200 мг лимонной кислоты и 2,5 мл дистиллированной воды).

Раствор 3. 50% раствор хлорамина "Б" 3,125 г хлорамина "Б" растворяют в 6,25 мл дистиллированной воды на водяной бане при температуре 56-60°С при периодическом встряхивании.

Индикаторные бумажные полоски размером 60 х 80 мм готовят из фильтровальной бумаги Filtrak 11 или аналогичной. Один конец полоски отмечают простым карандашом. Оттянутыми пастеровскими пипетками на полоски наносят по 1 капле свежеприготовленных растворов в следующем порядке:

- 20% раствор ПАСК - на отмеченный карандашом конец полоски;

- 60% раствор роданистого калия - на середину полоски;

- 50% горячий раствор хлорамина "Б" - на свободный конец 1 полоски.

- Между каплями должны оставаться сухие промежутки.

Индикаторные полоски высушивают в темноте при комнатной температуре в течение 24 часов. Затем для получения более четких результатов наносят повторно 1 каплю хлорамина "Б" на уже высохшую каплю этого раствора. Полоски вновь высушивают, затем помещают в пробирки, закрывают резиновыми пробками и хранят в холодильнике. Полоски пригодны к употреблению в течение 3 месяцев.