Экспериментальная инфекция на мышах

Коллектив авторов: Березина Л. К., Косякова Н. П., Веткова Л. Г., Степанова Т. Н., Савойская С. Л., Зубашев И. К., Клицунова Н. В., Ольшанская А. А., Рахманина М. М., Элизбарашвили Э. И., Мезенцева М. В., Куриц Т., Пронин А. В., Санин А. В., Наровлянский А. Н.; ГУ НИИЭМ им. Н. Ф. Гамалеи РАМН, НИИ вирусологии им. Д. И. Ивановского РАМН, ВГНКИ ветеринарных препаратов, г. Москва, РФ; Окриджская национальная лаборатория, Окридж, США.

Вирусы группы герпеса вызывают у домашних животных целый ряд заболеваний — болезнь Ауески, респираторные и глазные заболевания, герпесвирусный энцефалит, инфекционный ринотрахеит кошек и др. Возбудители относятся к семейству герпесвирусов — эти вирусы характеризуются наличием липопротеиновой оболочки и содержат 2-цепочечную ДНК. На основании фенотипических и генетических данных семейство герпесвирусов подразделяют на 3 подсемейства: α-, β-, и γ-герпесвирусов. Ранее, при лечении кошек, больных инфекционным ринотрахеитом (возбудитель — FHV-1, герпесвирус кошек типа 1, относящийся к подсемейству α-герпесвирусов), была установлена высокая терапевтическая эффективность таких противовирусных средств как фоспренил и максидин (1). При лечении других вирусных инфекций фоспренилом было показано, что в ряде случаев противовирусный эффект препарата может быть результатом активации некоторых звеньев врожденного иммунитета (синтез интерферона и ряда других цитокинов, активация макрофагов и естественных киллерных клеток), обеспечивающих повышение неспецифической резистентности организма (2). В настоящей работе изучали противовирусную эффективность аналога фоспренила — МПФ, фосфорилированного полипренола, выделенного из древесной листвы и отличающегося от фоспренила не только происхождением (полипренолы для фоспренила выделяют из хвои), но и длиной полипренольной цепи. Оценку эффективности МПФ проводили при экспериментальной герпетической инфекции у мышей, при экспериментальном генитальном герпесе у морских свинок, при летальной инфекции кроликов, вызванных вирусом болезни Ауески, а также при инфекционном ринотрахеите кошек.

1. Экспериментальная герпетическая инфекция у мышей

Модель экспериментальной герпетической инфекции у мышей воспроизводили на белых беспородных мышах массой 10 – 12 г . Для заражения использовали вирус простого герпеса 1 типа (ВПГ-1) штамм Л2 (коллекция вирусов НИИ вирусологии им. Д. И. Ивановского) в титре 7 lg ЛД50/0,03 мл. Мышей заражали внутрибрюшинно (в/б) вируссодержащей 10%-ной суспензией мозга мышей (доза — 100 ЛД50). МПФ вводили в дозе 400 мкг/мышь/0,2 мл в/б по 2-м схемам: профилактической (за 24 часа до заражения ВПГ-1) и лечебно-профилактической (одновременно с ВПГ-1). В качестве референс-препарата использовали коммерческий препарат ридостин, который вводили в дозе 100 мкг/мышь за 24 часа до заражения ВПГ-1. В каждой группе было по 10 мышей, срок наблюдения составил 15 дней. Противовирусную активность определяли по увеличению процента выживаемости животных, увеличению средней продолжительности жизни (СПЖ). Наибольший эффект был обнаружен у МПФ при лечебно-профилактической схеме введения (0 час) — выживаемость составила 90%, защита — 50%, а СПЖ — 14,1±0,85. Аналогичным эффектом обладал и эталонный противовирусный препарат ридостин (защита составила 50%, а СПЖ — 14,3±0,66. В контроле выживаемость была 40%, а СПЖ — 10,0±1,31.

Для доказательства противовирусной активности препаратов были проведены опыты биологического титрования вируса из мозга мышей на клетках VERO. Титр ВПГ-1 в ткани мозга опытных и контрольных мышей, взятой на 6-й день после заражения, определяли в результате обработки культуры клеток 10-кратными разведениями суспензии мозга мышей. Наблюдение и учет ЦПД осуществляли на 3 – 4 день после контакта клеток с инфекционным материалом. Титр ВПГ-1, полученного из мозга контрольных мышей составил 5 lg ТЦД50/мл. Титры ВПГ-1 из мозга мышей, которым вводили МПФ, составляли 2,0 (-24 ч) и 1,5 (0 ч) lg ТЦД50/мл, соответственно. Таким образом, МПФ существенно снижал титр вируса (на 3,5 – 2,0 lg), что было сопоставимо с противовирусным действием ридостина, который снижал титр вируса на 3,5 (-24 ч) lg ТЦД50/мл.

2. Генитальный герпес морских свинок

При воспроизведении модели экспериментального генитального герпеса у самцов морских свинок использовали ВПГ 2 типа (штамм ЕС, титр 6 lg ТЦД50/мл). Степень выраженности инфекционного процесса оценивали по 4-балльной шкале, учитывая 4 основных признака: гиперемию, отечность, специфические элементы (везикулы, пустулы, изъязвления), орхит. МПФ вводили в/б в дозе 4мг, 4-кратно: за 24 часа до инфицирования, в момент заражения, через 24 и 48 часов после инфицирования. Показано, что МПФ оказывал выраженный статистически достоверный (р

3. Болезнь Ауески кроликов

4. Инфекционный ринотрахеит кошек

Исследование влияния МПФ на течение инфекции, вызванной вирусом ринотрахеита (ВРТ), проводили на 9 беспородных разнополых котятах в возрасте от 1,5 до 3,5 месяцев. До заражения смывы носоглоточные и конъюнктивы глаз, а также кал исследовали на наличие герпес-, парво- и калицивирусов методом ПЦР. После заражения ВРТ кал котят также исследовали методом электронной микроскопии. Сыворотку крови котят, полученную до заражения, исследовали на наличие вируснейтрализующих антител к ВРТ в реакции нейтрализации на культуре клеток.

В опытную группу были взяты 5 котят, а в контрольную — 4 котенка. Заражение каждого котенка проводили внутримышечно (в/м) по 1,0 мл, перорально (п/о) и интраназально по 0,5мл вируса (активность вируса равна 6,0 ТЦД50/мл). При обнаружении клинических признаков заболевания проводили лечение 0,4% раствором МПФ перорально в дозе 0,3 – 0,7мл. Наблюдение за состоянием котят вели с момента заражения до выздоровления в опыте в течение 3 – 5 недель.

Обследование котят до заражения, проведенное с помощью ПЦР, показало, что у двоих котят был обнаружен калицивирус, а у одного из них также и ВРТ. Титр нейтрализующих антител к вирусу герпеса у всех обследованных котят варьировал от 4,0 до 9,0 lоg.

По результатам электронной микроскопии были обнаружены единичные вирионы герпеса и калицивирусов у двух котят, а единичные вирионы калицивируса и парвовируса — у четырех.

Таким образом, заражение животных ВРТ в некоторых случаях производилось на фоне смешанной инфекции.

Лечение с помощью МПФ начинали с момента появления клинических признаков заболевания (депрессия, тусклая шерсть, обезвоживание, понос, рвота, отказ от еды, язвы в ротовой полости). МПФ вводили п/о в дозе 0,3 мл первые 2 дня, а затем по 0,5мл, а также орошали слизистую ротовой полости дважды в день. В качестве вспомогательной терапии использовали кламоксил, гамавит и пиобактериофаг, а для снятия обезвоживания — физиологический раствор и глюкозу 5%.

По предварительным результатам, клиническое выздоровление наступило у двух котят на 6 – 8-е сутки (исчезновение язв, снижение обезвоживания, повышение активности, улучшение состояния шерсти), а у трех котят лечение МПФ в дозе 0,7 мл дважды в день в сочетании с орошением ротовой полости привело к выздоровлению на 3 – 4-е сутки. Исчезновение признаков заболевания в контрольной группе животных наступало на 22 – 30-е сутки.

Таким образом, МПФ — препарат, во многом аналогичный фоспренилу, обладает высокой эффективностью при лечении инфекций, вызванных вирусами группы герпеса у различных животных. Возможные механизмы терапевтической активности МПФ служат предметом дальнейшего изучения.

Библиография

2. Pronin A. V., Grigorieva E. A., Sanin A. V., Narovlyansky A. N., Ozherelkov S. V., Deyeva A. V., Danilov L. L., Maltsev S. D., Najid A. Polyprenols as possible factors that determine the instructive role of innate immunity in the acquired immune response. Russian J. Immunol. 2002, v. 7, № 2, p. 135 – 142.

Summary

NOVEL APPROACH TO TREATMENT OF ANIMAL HERPES VIRUS INFECTIONS

Berezina L. K., Kosyakova N. P., Vetkova L. G., Stepanova T. N., Savoyskaya S. L., Zubashev I. K., Klitsunova N. V., Olshanskaya A. A., Rakhmanina M. M., Elizbarashvilli E. I., Mezentseva M. V., Kuritz T., Pronin A. V., Sanin A. V., Narovliansky A. N. N. F.Gamaleya Research Inst. for Epidemiology and Microbiology, Moscow, D. I. Ivanovsky Research Inst. for Virology, Moscow, All-Russian State Research Institute for Control, Standardization and Certification of Veterinary Preparations, Moscow, National Oak Ridge Lab., Oak Ridge, USA.

A novel approach has been attempted to treat herpes virus infections in animals using MPP, a new medicine derived from plant polyprenols. MPP was shown to possess a very high therapeutic efficiency during treatment of some herpes virus infections: experimental mouse herpes virus infection, guinea pig genital herpes infection, Aueski disease of rabbits and feline viral rhinotracheitis.

По материалам Ветеринарного Конгресса, 2005 г .

Введение

Микробные популяции отличаются своей многочисленностью, когда в одном биотопе находится одновременно миллиарды особей, составляющих генотипически и фенотипически неоднородную популяцию. В литературе неоднократно высказывалось мнение о том, что исходная гетерогенность популяций возбудителей по биологическим признакам оказывает существенное влияние на возникновение, течение и исход инфекционных заболеваний [4, 7, 9 и др.]. Работами ряда исследователей установлено, что микроорганизмы чувствительны к геомагнитному полю, очень тонко реагируют на любые изменения как магнитного поля в целом, так и его составляющих, что свидетельствует об их высокой и неодинаковой магниточувствительности [3, 6, 10]. В работах по изучению длительного воздействия магнитного поля повышенной напряженности, моделирующего аномальное геомагнитное поле региона Курской магнитной аномалии (уровень напряженности поля в 4-5 раз превышает фоновые значения для других регионов), было продемонстрировано, что характер изменения биологических свойств сальмонелл зависит от уровня напряженности магнитного поля [1]. В опубликованных нами результатах исследований показано, что развитие инфекционного процесса у лабораторных животных в условиях длительного непрерывного влияния магнитного поля повышенной напряженности сопровождается отбором клеток кишечной палочки, обладающих повышенной вирулентностью [5]. Поскольку инфекционный процесс представляет собой взаимодействие микроорганизма с макроорганизмом, то можно предположить, что воздействие на иммунную систему хозяина способно изменить направленность и характер отбора клеток в составе популяции возбудителя.

Цель исследования

Изучить изменения структуры популяции кишечной палочки при внутрибрюшинном заражении мышей, подвергнутых длительному воздействию магнитного поля повышенной напряженности, в условиях применения ликопида.

Материал и методы исследования

Для моделирования воздействия аномального геомагнитного поля региона Курской магнитной аномалии использовалась установка, состоящая из высокостабилизированного источника постоянного тока и колец Гельмгольца с радиусом 1,5 м. Внутри колец создавалось постоянное магнитное поле с индукцией 3х10 -4 Тл, вектор которого находился в суперпозиции с вертикальной составляющей вектора геомагнитного поля. Лабораторные животные (мыши CBAхC57BL6) помещались в магнитное поле за 2 недели до начала эксперимента с целью адаптации к условиям среды обитания. Экспериментальная инфекция воспроизводилась путем внутрибрюшинного введения животным взвеси суточной агаровой культуры Escherichiacoli в объеме 0,5 мл. С целью изучения влияния ликопида на биологические свойства кишечной палочки экспериментальным животным с 1-го дня заражения ежедневно внутрижелудочно через зонд 1 раз в день в первой половине дня вводили препарат в жидкой форме. Доза препарата рассчитывалась по стандартным схемам, описанным в рекомендациях, на единицу массы тела животного.

Вскрытие мышей производили спустя 1, 3, 7 и 14 суток после заражения после вывода из эксперимента путем дислокации шейных позвонков. После этого извлекали селезенку, которую взвешивали и гомогенизировали в асептических условиях с добавлением 1 мл изотонического раствора NaCl. Полученную суспензию и ее разведения 1:10 и 1:100 в количестве 0,1 мл высевали на чашки Петри со средой Эндо для выделения популяций кишечной палочки и определения обсемененности ткани почки. В дальнейшем у выросших культур E.coli определяли структуру популяций (100-150 клонов) по выраженности биологических свойств, связанных с вирулентностью и персистенцией. Для этого изучали гемолитическую, фибринолитическую, лизоцимную, антилизоцимную и антикомплементарную активности клонов популяции. Определение гемолитической активности проводилось на чашках с мясо-пептоннымагаром, содержащих 3 % взвеси эритроцитов барана. Изучение фибринолитической активности проводили по усовершенствованному методу Кристи [8]. Определение лизоцимной, антилизоцимной и антикомплементарной активностей проводили по О. В. Бухарину [2].

В качестве контроля использовали данные, полученные на животных, пребывавших при аномальных значениях магнитного поля и не получавших ликопид.

Статистическую обработку и анализ данных проводили с помощью пакета программ MicrosoftOfficeExcel 2007 для Windows 7.

Результаты исследования и их обсуждение

Изучение биологических свойств популяций кишечной палочки, выделенных от экспериментальных животных, показало, что в условиях воздействия аномального магнитного поля с развитием патологического процесса популяция возбудителя становилась более однородной по гемолитической активности - процент гемолитически активных клеток возрастал с 58,0±2,1 % в исходной культуре до 77,6±1,7 - 78,8±1,2 % на 7-14 сутки эксперимента (рис. 1). Достоверная разница в структуре популяций по фибринолитической активности по отношению к исходной культуре отмечалась уже на 7-е сутки инфекционного процесса. Что касается лизоцимной и антилизоцимной активности, то в динамике инфекционного процесса статистически значимых изменений их значений не зарегистрировано.

Рисунок 1. Структура популяций E. coli, выделенных от инфицированных мышей, находившихся в условиях аномального магнитного поля

Изучение микробной обсемененности ткани селезенки показало, что развитие инфекционного процесса в организме мышей в условиях воздействия аномального магнитного поля сопровождалось увеличением показателя к 7-м суткам и в дальнейшем статистически не изменялось (табл. 1).

Обсемененность селезенки мышей в динамике инфекционного процесса, вызванного кишечной палочкой

Условия проведения эксперимента

Обсемененность по срокам исследования, м.т./мг

Экспериментальная инфекция - инфекция при которой заражается животное для лечения, профилактики или диагностики заболеваний. В медико-биологических исследованиях используется до 250 видов животных. От общего числа лабораторных животных на долю белых мышей приходиться около 70% , белых крыс – 15%, морских свинок – 9%, кроликов – 2%. Эти животные чаще всего используются в целях диагностики заболевания, моделирования различных патологических состояний, изучения вопросов иммунологии, изготовления лечебно-профилактических препаратов, производства биологических препаратов – диагностических сывороток, вакцин, культур тканей и др. Лаб.животные служат также донорами, от которых можно систематически брать кровь для приготовления кровяных питательных сред и проведения специальных исследований, связанных с использованием крови и ее ингредиентов: сыворотки, плазмы, эритроцитов, гранулоцитов, агранулоцитов и т.д. Кроме того, животные используются как доноры клеточных элементов выпотевающих в серозные полости.

Методы заражения лабораторных животных.Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности: а) выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть; б) удаляют остатки шерсти депилятором; в) дезинфицируют участок одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с эфиром 1:1, 10% настойкой йода).

Накожный метод.На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

Внутрикожный метод.Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

Подкожный метод.Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость – мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам – 1,5 мл, кроликам – 3,0 мл место введения обрабатывают. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.

Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55°С) водой. Материал вводят медленно.

Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

Оральный метод.Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд. Животным открывают рот браншами пинцета. Процесс введения зонда требует навыков. Объем жидкости зависит от вида и возраста животного.

Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хлороформа вызывают состояние легкого наркоза. Шприцем и иглой с насаженным тонким зондом вводят в нос животному маленькими каплями заразный материал. Материал можно капать непосредственно на нос животного, контролируя его попадание в носовые ходы.

Поперечные профили набережных и береговой полосы: На городских территориях берегоукрепление проектируют с учетом технических и экономических требований, но особое значение придают эстетическим.

Организация стока поверхностных вод: Наибольшее количество влаги на земном шаре испаряется с поверхности морей и океанов (88‰).

Общие условия выбора системы дренажа: Система дренажа выбирается в зависимости от характера защищаемого.

Папиллярные узоры пальцев рук - маркер спортивных способностей: дерматоглифические признаки формируются на 3-5 месяце беременности, не изменяются в течение жизни.

Биологический метод (экспериментальный или биопроба) заключается в заражении исследуемым материалом чувствительных лабораторных животных или других биологических объектов (куриные эмбрионы, культуры клеток). Его используют для выделения чистой культуры возбудителя, определения типа токсина, активности антимикробных химиотерапевтических препа.

При проведении микробиологической диагностики инфекционных болезней в бактериологических и вирусологических лабораториях часто прибегают к заражению подопытных животных (биологический способ). Заражение животных проводят с целью выделения чистых культур патогенных микроорганизмов, которые медленно или совсем не растут на питательных средах. Часто этим способом пользуются для выделения возбудителя из исследуемого материала, который сильно загрязнен другими микробами (например, при выделении палочек чумы из трупов людей и животных). Так выделяют стрептококки с мокроты, туберкулезные палочки из осадка мочи и др.

Экспериментальное заражение животных используют также для воссоздания инфекционного заболевания на биологической модели тогда, когда возбудитель заболевания неизвестен, для изучения факторов вирулентности, действия токсинов, определения минимальных смертельных доз выделенных чистых культур. При его помощи изучают эффективность лечебного действия антибиотиков и других химиотерапевтическиех препаратов. Воссоздание экспериментальной инфекции имеет важное значение для оценки качества живых вакцин, эффективности иммунологических препаратов.

С этой целью чаще всего используют таких лабораторных животных, как кроликов, гвинейских свинок, белых крыс и мышей, реже - котов, собак, голубей, хомяков, мартышек. Заражение животных проводится или естественным путем через дыхательные пути и рот или искусственным способом через инъекции.

В медико-биологических исследованиях используется до 250 видов животных. Одни виды постоянно разводят в лабораториях и питомниках (лабораторные животные - белые мыши, белые крысы, морские свинки, кролики, хомяки, кошки, собаки, обезьяны, минисвиньи и др.); других периодически отлавливают для эксперимента (полевки, песчанки, суслики, хорьки, сурки, лемминги и др.). От общего числа лабораторных животных на долю белых мышей приходиться около 70% , белых крыс - 15% , морских свинок - 9% , кроликов - 2% . Эти животные чаще всего используются в целях диагностики заболевания, моделирования различных патологических состояний, изучения вопросов иммунологии, изготовления лечебно-профилактических препаратов, производства биологических препаратов - диагностических сывороток, вакцин, культур тканей и др. Лабораторные животные служат также донорами, от которых можно систематически брать кровь для приготовления кровяных питательных сред и проведения специальных исследований, связанных с использованием крови и ее ингредиентов: сыворотки, плазмы, эритроцитов, гранулоцитов, агранулоцитов и т.д. Кроме того, животные используются как доноры клеточных элементов выпотевающих в серозные полости.

К выполнению экспериментальных исследований на животных допускаются лица, имеющие высшее медицинское, медико-биологическое, фармацевтическое, ветеринарное, зоотехническое или биологическое образование, после того как они освоили правила обращения с лабораторными животными и приобрели практические навыки.

В настоящее время усилиями исследователей многих стран мира методом тесного инбридинга (внутри родственного скрещивания) удалось вывести более 200 линий мышей, свыше 20 линий крыс, 7 линий морских свинок, несколько линий кроликов. Среди диких животных чистых линий не существует. На выведение линий затрачивается не мене 8-10 лет тщательно выполняемой работы. Каждой линии присущи свои передающиеся по наследству особенности и свойства (повышенная или пониженная чувствительность к возбудителям инфекционных заболеваний, опухолям и т.д.). Линейные ( инбредные ) животные, подобно однояйцевым близнецам гомозиготны . Они ценны тем, что являются генетически однородными и отличаются от нелинейных животных постоянными реакциями на воздействие физиологических, химических и патогенных факторов.

Линейных животных получают методом непрерывного тесного инбридинга, то есть при спаривании близких родственников. С целью выведения определенной линии лабораторных мышей, крыс или других животных осуществляют братско-сестринское скрещивание на протяжении более 20 последовательных поколений и лишь тогда достигают 100% гомозиготности . Такие линейные животные являются генетически контролируемыми.

По рекомендации международного комитета по стандартизации генетической номенклатуры названия линий пишутся заглавными латинскими буквами. В заглавии линии заложено ее происхождение, год создания какой-либо особенности животных данной линии. Так среди белых мышей наиболее распространены A, CBA , BALB , BAJJ , C57BL , C57BR , C58, C3H .

Линейные лабораторные животные очень чувствительны к неблагоприятным факторам окружающей среды поэтому условия содержания их должны быть лучше, чем нелинейных животных.

Потомство линейных животных у которых в силу различных причин прекращено разведение методом инбридинга теряет линию, так как у них накапливаются мутации, а гомозиготность понижается. Уменьшение гомозиготоности при этом прогрессирует от поколения к поколению, а признаки, специфические для данной линии, могут быть потеряны, ослаблены или извращены.

Как линейные, так и нелинейные животные являются носителями возбудителей многих вирусных, бактериальных, грибковых заболеваний, которые затрудняют выполнение точных исследований. В процессе эксперимента, особенно длительного, присутствующие в организме животного возбудители могут активироваться и извратить характер реакции на испытуемый агент. В связи с этим возникла потребность получения лабораторных животных, лишенных микроорганизмов или имеющих в организме контролируемую микрофлору. Современная технология позволяет получать, выращивать и содержать в стерильных условиях в течение всей их жизни лабораторных животных, совершенно лишенных микроорганизмов, называемых гнотобиотами . Их получают от беременных самок, которым проводят кесарево сечение в определенный период перед родами. Новорожденных помещают на утепленные подстилки в клетки. Корм, воду, подстилку и другие материалы, необходимые для обеспечения жизнедеятельности безмикробных животных, подвергают стерилизации в автоклавах. В настоящее время в стерильных условиях в гнотобиотических изоляторах получены безмикробные мыши, крысы, морские свинки, хомячки, кролики, кошки, собаки, ягнята, козлята, поросята, обезьяны.

Подопытных животных следует подбирать однородными по возрасту, полу, массе и генетическим характеристикам. Отобранных животных необходимо тщательно осмотреть и выбраковать подозрительных или больных. Выбор вида, линии, возраста и пола животных диктуется целями исследований. Существует целый ряд маркировки лабораторных животных, основными из которых являются следующие:

-Татуировка ушей у животных, имеющие большие непигментированные ушные раковины (кролики, свинки, крысы, мыши). Для татуировки применяют тушь и специальные татуировочные щипцы.

-Мечение мышей и крыс нанесением краски, лучшими из которых считаются насыщенный раствор пикриновой кислоты, 0,5% раствор генцианвиолета , фуксин, эозин.

-Можно метить лабораторных животных, в том числе и новорожденных, с помощью колец, жетонов из мягкой белой жести, которые закрепляют на ушах или лапках.

Методы заражения лабораторных животных.

Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности:

-выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;

-удаляют остатки шерсти депилятором;

-дезинфицируют участок одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с -эфиром 1:1, 10% настойкой йода).

1.Накожный метод. На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

2.Внутрикожный метод. Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

6.Подкожный метод. Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость - мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам - 1,5 мл, кроликам - 3,0 мл место введения обрабатывают. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.

3.Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

4.Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 ° С) водой. Материал вводят медленно.

5.Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

7.Оральный метод. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

8.Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хло

Вскрытие трупа лабораторного животного.

Животные, которые подвергались в эксперименте воздействиям, поведшим за собой понижение жизнеспособности, подлежат умерщвлению гуманным методом ( эвтаназии ). Эвтаназия не должна выполняться в помещении, в котором находятся другие лабораторные животные. Умерщвление часто осуществляется путем декапитации с использованием специальных гильотин, путем передозировки наркотических веществ (эфира, хлороформа, барбитуратов ), электрическим током, воздушной эмболией - внутривенным введением воздуха, полным обескровливанием при использовании различных методов обезболивания.

Между смертью и вскрытием трупа животного должно проходить как можно меньше времени. Более целесообразно умерщвлять животное в агональный период. Труп кролика фиксируют на специальной доске за вытянутые лапы. Трупы морских свинок, крыс, мышей можно прикалывать старыми инъекционными иглами к парафиновой пластине в эмалированном лотке. Всю шерсть животного смачивают дезинфектантом (спирт, 5% карболовая кислота, 5% хлорамин). Кожу разрезают по средней линии живота от симфиза до подбородка. На уровне передних и задних лап делают боковые разрезы. Кожу отсепаровывают , отворачивают в стороны и прикалывают к пластине. Вскрытие начинают с грудной полости, вырезая грудину. Если в грудной полости есть экссудат, из него делают мазки и посев. Кровь из сердца забирают проколом пастеровской пипеткой с оттянутым капиллярным концом. Проводят осмотр органов грудной полости и при необходимости забирают из них кусочки ткани. Далее вскрывают брюшную полость. При наличии экссудата его засевают в питательную среду. Затем тщательно осматривают и исследуют органы полости. Взятие материала из паренхиматозных органов проводят следующим образом: поверхность органа прижигают нагретым в пламени спиртовки скальпелем соответствующего размера; прижженный участок органа прокалывают стерильной пастеровской пипеткой с оттянутым концом или стерильной петлей; взятый материал засевают.

Все этапы работы с лабораторными животными должны быть зарегистрированы в соответствующем журнале с графами:

Вид лабораторного животного.

Материал, примененный для заражения.

Изменение поведенческих реакций животного после заражения.

Читайте также: