Chromogenic salmonella agar base
Part of Thermo Fisher Scientific
Organisms this product works with:
Dehydrated Culture Media
Please click on a thumbnail to view the full size image and open the gallery.
SALMONELLA CHROMOGENIC AGAR BASE
CODE: CM1007
Salmonella Chromogenic Medium is a selective and differential agar base the identification of Salmonella species from other organisms in the family Enterobacteriaceae.
Typical Formula*
gm/litre
SALMONELLA SELECTIVE SUPPLEMENT
Code: SR0194
Vial contents (each vial is sufficient for 500ml of medium)
Directions
Suspend 25g in 500ml of distilled water and add the contents of one vial of Salmonella Selective Supplement (SR0194) reconstituted as directed. Mix well and bring to the boil with frequent agitation. DO NOT AUTOCLAVE. DO NOT HOLD AT BOILING TEMPERATURE. Cool to 50°C, mix well and pour into sterile Petri dishes.
Description
Salmonella Chromogenic Medium is designed to identify Salmonella species based on their utilisation of one chromogenic substrate. Their inability to utilise another chromogenic substrate, that most other members of the family Enterobacteriaceae can utilise, enables rapid and reliable identification of Salmonella species.
There are in excess of 2000 known species of Salmonella, some of which differ from the typical rod-shaped, Gram-negative motile bacterium. In the U.S. alone there are between 800,000 and 4 million reported cases of salmonellosis per year resulting in 500 deaths. Infections due to Salmonella are of particular concern in the very young, the elderly and in the severely immunosuppressed where salmonellosis is recognised as an AIDS defining condition. Incidence continues to rise and infections due to Salmonella remain a principal health issue 1 . The widespread occurrence means there is a need for the rapid detection and identification of Salmonella in food and water to aid in the prevention and control of outbreaks 2 .
Traditionally, media used to differentiate Salmonella species from other members of the family Enterobacteriaceae depend upon the ability of Salmonella species to produce hydrogen sulphide coupled with their inability to ferment lactose 2,3 . These are, however, essentially inadequate methods, with a significant number of the 2000 plus species not exhibiting these characteristics. In recent times chromogenic media have been developed for the rapid and more reliable identification of Salmonella.
Salmonella Chromogenic Agar Base combines two chromogens for the detection of Salmonella sp., 5-Bromo-6-Chloro-3-Indolyl caprylate (Magenta-caprylate) and 5-Bromo-4-Chloro-3-Indolyl b -D galactopyranoside (X-gal). X-gal is a substrate for the enzyme b -D-galactosidase. Hydrolysis of the chromogen, Mag-caprylate, by lactose negative Salmonella species results in magenta colonies.
The medium contains bile salts to inhibit the growth of Gram-positive organisms and the addition of the Salmonella Selective Supplement SR0194 is recommended to increase the selectivity of the medium. This uses novobiocin to inhibit Proteus growth and cefsulodin to inhibit growth of Pseudomonads.
Technique
Inoculate the plates with a food or clinical sample to produce single colonies. A Salmonella enrichment broth may be used prior to streaking out, e.g. Rappaport-Vassiliadis Enrichment Broth CM0669, Selenite Broth CM0395 & LP0121 or Tetrathionate Broth Base CM0029. Incubate for 18-24 hours at 37°C. Examine the plates for coloured colonies.
On Salmonella Chromogenic Medium CM1007 & SR0194, typical colonies will be coloured as follows:
ABSTRACT
Salmonella chromogenic medium (SCM; Oxoid, Basingstoke, United Kingdom), a new selective chromogenic medium, was compared to DCLS agar (Oxoid) for the detection and presumptive identification of Salmonella species from stool samples. This medium contains two chromogenic substrates, Magenta-cap (5-bromo-6-chloro-3-indolylcaprylate), which is hydrolyzed by Salmonella species to give magenta colonies, and X-Gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β -d- galactopyranoside), which is incorporated to visualize β -d- galactosidase-producing organisms as blue colonies. Thus, non-Salmonella organisms appear blue or are not stained by any of the chromogens of the medium. A total of 500 stool samples were investigated by plating them directly and after selenite enrichment on DCLS agar and SCM. A total of 44 Salmonella-positive stool samples were detected. The sensitivities for direct plating and after enrichment were 22.7 and 81.8%, respectively, for DCLS agar, and for SCM these values were 34.1 and 100%, respectively. The specificities for direct plating and after enrichment were 82.5 and 72.8%, respectively, for DCLS agar and 98.5 and 95.8%, respectively, for SCM. According to these results, the sensitivities of SCM and DCLS agar were comparable on primary plating. However, the sensitivity of SCM was significantly higher after enrichment. In addition, the specificity of SCM was also significantly higher than that of DCLS agar both before and after enrichment. On the basis of these results, SCM can be recommended for the isolation of Salmonella species from stool samples in preference to DCLS agar.
Salmonellosis continues to be a major health problem, and its diagnosis most often involves direct detection of bacteria in stools by culture or, more recently, by PCR after enrichment (11, 19, 21). Isolation of Salmonella enterica on selective culture media is different from PCR in that it allows further identification of the bacteria and antibiotic susceptibility testing, which are important for disease control (8). Thus, a wide variety of selective differential agars have been developed for this purpose. The selective agents used in these agars include dyes, antibiotics, and bile salts (7). Differentiation of most salmonellae from other organisms usually relies on the visualization of simple biochemical features such as the production of hydrogen sulfide or the nonfermentation of lactose (2, 3, 6, 16; D. E. Post, Folio LT0435A [1997], Oxoid, Ltd., Basingstoke, United Kingdom). These media are useful for the confirmation of suspect colonies but most are highly nonspecific, mainly due to Proteus and Citrobacter strains from the normal flora, which closely resemble Salmonella strains. Such suspect colonies must be differentiated further by biochemical or serological tests before a final result is obtained (5, 6, 10, 20). Due to high rates of false-positive results, screening of stool samples for Salmonella becomes labor-intensive, with additional costs for subsequent identification (5). Such a medium is DCLS agar, which is used for the detection of Salmonella species in our microbiology laboratory. This medium is a modification of a formula described by Leifson (12) in 1935 for the isolation of enteric pathogens. DCLS agar is a derivative of desoxycholate citrate agar and contains sucrose, as well as lactose, to improve the differentiation of salmonellae from Proteus spp. and other lactose-negative, sucrose-positive bacteria (D. E. Post, Oxoid, Ltd.).
In the last decade chromogenic media have been developed for the detection of Salmonella species (2, 4, 6, 18). These media use a combination of chromogenic substrates and conventional biochemical tests and are, therefore, highly specific. This reduces the workload with regard to unnecessary examination of suspect colonies, saving time, supplies, and money (13, 14, 16). Chromogenic enzyme substrates are compounds which act as the substrate for specific enzymes and change color due to the action of the enzyme (14). The first medium of this type was Rambach agar. S. enterica produces acid from propylene glycol present in the medium to give a red color due to the neutral red indicator. In addition, it incorporates the chromogenic substrate X-Gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β -d- galactopyranoside) that is hydrolyzed by many non-Salmonella species to yield blue colonies (18). Rambach agar is highly specific; however, it has a disadvantage in that it does not detect S. enterica serovars Typhi and Paratyphi A (1, 5, 9). Another chromogenic medium similar to Rambach agar is SM-ID agar, which uses two chromogenic substrates for β-galactosidase (i.e., X-Gal) and β-glucosidase (i.e., X-Glu). These substrates allow differentiation of Salmonella (negative) from other members of the family Enterobacteriaceae (positive), which yield a blue to purple color. Salmonella strains produce acid from glucuronate present in the medium to yield a red color due to the neutral red indicator (13, 14). This medium also detects S. enterica serovars Typhi and Paratyphi (5, 15).
More recently, a new chromogenic medium for the detection of Salmonella species, Salmonella chromogenic medium (SCM), has been developed. This medium utilizes an optimized nutritious base medium, which is a DCLS-type medium. It contains two chromogenic substrates, which were chosen to ensure high specificity of the medium (Oxoid, Ltd. [press release]). The first substrate, Magenta-cap (5-bromo-6-chloro-3-indolylcaprylate) is hydrolyzed by Salmonella species to give magenta colonies. The second substrate, X-Gal, is incorporated to visualize β -d- galactosidase-producing organisms as blue colonies (N. L. Lang, A. Mari, and J. A. M. Lees, Oxoid, Ltd. [unpublished data]; T. Sadler, J. Raggett, and D. Coleman, Oxoid, Ltd., poster LT0759A, 2001). Thus, most competitive colony growth is blue on this medium. Other colonies, which do not utilize the chromogens, grow as colorless colonies (Sadler et al., poster). The colors produced are strong, easily distinguished, and unlike some chromogenic media, do not fade (Sadler et al., poster; Oxoid, Ltd. [press release]; Lang et al., unpublished data). Compared to many of the traditional media, which rely on H2S production, and/or the nonfermentation of lactose, SCM isolates the H2S-negative and/or lactose-fermenting strains. Thus, Salmonella species detected with this medium include biochemically atypical strains such as the S. enterica serovars Typhi, Paratyphi, and Choleraesuis and the nonmotile Salmonella serovar Gallinarum (Oxoid, Ltd. [press release]).
The selective agents present in SCM include bile salts, which inhibit the growth of gram-positive bacteria, and the use of two antibiotics: novobiocin, which inhibits the growth of Proteus spp., and cefsulodin, which inhibits the growth of Pseudomonas spp. (both from Oxoid, Ltd.).
The purpose of the present study was to compare the sensitivity, specificity, and cost-effectiveness of SCM to DCLS agar for the isolation of Salmonella species from stool specimens.
MATERIALS AND METHODS
Culture media. SCM and DCLS agar were obtained from Oxoid, Ltd., Basingstoke, United Kingdom. They were supplied in powder form and prepared according to the manufacturer's instructions. All media were subjected to full quality control procedures, and performance standards were verified by using American Type Culture Collection strains obtained from Oxoid. Prepared media were stored in a refrigerator and used within 14 days of preparation.
Clinical samples. The study was carried out between June and September 2002 at the Microbiology Laboratory in St. Luke's Hospital, G'Mangia, Malta, with 500 routine fecal samples received from both hospitalized and nonhospitalized patients. Approximately 1 g of formed fecal material was emulsified in 3 ml of tryptone water (Oxoid). Liquid stool samples were diluted 1 in 4 (vol/vol) in tryptone water. Then, 50 μl of fecal suspension was inoculated onto SCM and DCLS agar plates and spread with sterile loops for single colonies. Concurrently, 1 ml of fecal suspension was inoculated into selenite broth to be incubated overnight at 37°C and then subcultured onto SCM and DCLS agar plates (50 μl per plate). All plates were incubated for 18 to 24 h at 37°C aerobically.
Presumptive identification. All plates were read by the same technologist. Suspicious isolates were defined as follows: magenta colonies on SCM and pale, translucent, or colorless colonies on DCLS agar.
SCM protocol. Magenta colonies on SCM were subcultured onto a nutrient agar plate and incubated for 18 to 24 h at 37°C aerobically. Colonies were first tested for their oxidase activities on pieces of filter paper impregnated with N,N,N,N-tetramethyl-1,4-phenylenediamine-dihydrochloride (Sigma, St. Louis, Mo.). Only oxidase-negative colonies were processed further. These were identified by using ATB ID 32E strips (bioMerieux, Marcy l'Étoile, France). Salmonella isolates were serotyped after overnight culture on nutrient agar slopes (Oxoid) by agglutination with anti-O and anti-H antisera (SIFIN, Berlin, Germany) by using the Kauffmann-White scheme (17). Spontaneous agglutination was ruled out by testing the isolates with saline without the antisera. MacConkey agar (Oxoid CM507) was used as a purity plate.
DCLS protocol. Pale, translucent, or colorless colonies on DCLS medium were subcultured onto both a urea agar slope and a MacConkey purity plate and incubated for 18 to 24 h at 37°C in air. Urease-negative colonies were then identified further by using ATB ID 32E strips and serology (as in the SCM protocol).
Statistical analysis. Sample size was determined by using comparison of proportions. The differences in the sensitivities and specificities of the two media were analyzed by using the McNemar test.
RESULTS
From 500 stool specimens examined, 44 strains of Salmonella were isolated on at least one medium, yielding a positivity rate of 8.8%. The distribution of serovars is shown in Table 1. Upon primary plating, 15 Salmonella strains were detected on SCM and 10 Salmonella strains were detected on DCLS agar, yielding sensitivities of 34.1 and 22.7% for SCM and DCLS, respectively (Table 2). This difference is not statistically significant (P = 0.181). In this direct culture, seven Salmonella strains were detected by SCM only, and two strains were detected by DCLS agar only. After enrichment, all Salmonella isolates grew on SCM and 36 isolates grew on DCLS agar; thus, the sensitivities were increased to 100 and 81.8% for SCM and DCLS, respectively (Table 2). This difference is statistically significant (P = 0.013). Hence, after enrichment, eight Salmonella strains were detected with SCM only, and none were detected with DCLS only. All of the Salmonella strains detected on primary plating by any medium were also detected after enrichment. Salmonella strains which were not isolated in a particular medium grew with their characteristic colony color after inoculation of the pure strain into the medium in question. There was no apparent reduction in the number of colonies recovered when nutrient agar was used as a control. This confirmed that the failure in recovery was not due to the inhibitory effect of the medium or to growth of atypical colonies.
Serovars isolated from the stool samples examined by using the two selective media
Больше полувека миру известна технология создания хромогенных питательных сред для микробиологии. Но полноценное ее использование для анализа образцов началось только в последнее десятилетие.
- Уменьшить время получения результата по сравнению с традиционными методами
- Идентифицировать несколько микроорганизмов на одной среде
- Проводить анализ визуально, без использования оборудования
- Выполнять подтверждающие тесты без пересева на дополнительные среды
Давайте познакомимся с хромогенными питательными средами ближе.
Это питательные среды для микробиологии со специальными хромогенными субстратами, которые в присутствии целевых микроорганизмов вызывают появление специфического окрашивания колоний. Хромогенные питательные среды подходят для культивирования, дифференциации и селекции микроорганизмов.
Как работают хромогенные питательные среды?
Рассмотрим принцип работы хромогенных питательных сред на примере хромогенного агара для Enterobactersakazakii (ENTEROBACTER SAKAZAKII ISOLATION CHROMOGENIC AGAR (ESIA) ISO 22964). Enterobactersakazakii считается причиной возникновения менингитов и некротических колитов у детей со смертностью на уровне 40–80%. Именно поэтому контроль наличия Enterobactersakazakii в детском питании особенно важен.
В состав хромогенной среды входят:
- Пептонная смесь
- Факторы роста
- Ингибиторы грамотрицательной флоры
- Агар
- Хромогенный субстрат, который расщепляется ферментом Enterobactersakazakii, окрашивая колонии в синий цвет
 |
| Селективная среда для предварительного обнаружения и подсчета E.coli |
| Селективная среда для одновременного обнаружения E.coli и других колиформ |
| Для быстрого выделения видов Pseudomonas |
| Выделение Enterobacter sakazakii из детских молочных продуктов |
| Обнаружение и выделение Vibrio cholerae, V. parahaemolitycus и Vibrio alginolyticus |
| Выделение сальмонелл из клинических проб, пищевых продуктов и воды |
| Одновременное обнаружение E.coliи колиформ с помощью флуоресценции |
| Одновременное обнаружение E.coliи колиформ с помощью флуоресценции |
| Дифференциальная среда для одновременного обнаружения E.coliи энтеробактерий |
| Селективная и дифференциальная среда для обнаружения E.coli 0157:H7 |
| Выделение и дифференциация Enterococcus faecalis и E. faecium |
| Выделение и подсчет энтерококков из воды методом одноступенчатой мембранной фильтрации |
| Селективная среда для обнаружения и подсчета Listeriamonocytogenes |
| Обнаружение и дифференциация видов Staphylococcus |
| Подсчет Escherichia coli и колиформ в воде |
Чего ждать в будущем?
Соединение классической микробиологии и знаний о биохимических особенностях микроорганизмов позволило создать мощный инструмент для быстрого и удобного анализа в микробиологии – хромогенные питательные среды. Полагаю, это далеко не полный перечень хромогенных питательных сред, ведь исследовательские лаборатории продолжают трудиться над созданием новых, более совершенных формул.
На сегодня существует несколько групп субстратов, с которыми проводят исследования:
Получение формулы питательной среды – дело кропотливое и длительное, ведь необходимо не только подобрать субстрат и фермент, но и исключить возможность ложных результатов, влияние на ростовые качества. Также важно, чтоб состав оставался стабильным продолжительное время и не требовал особых условий хранения.
К сожалению, не многие формулы оказываются жизнеспособными в условиях производства в промышленных масштабах. Но те, что прошли проверку, со временем завоевывают благосклонность пользователей и даже становятся международными стандартами. Так, например, на сегодня среди стандартов ISO уже четыре хромогенные среды:
- Хромогенный агар для E.coli и колиформ (ISO 9308)
- Хромогенный агар TBX для горизонтального подсчета Escherichia coli (ISO 16649-2)
- Основа хромогенного агара для Listeria (ISO 11290)
- Агар для изоляции Enterobactersakazakii (ISO 22964)
Несмотря на то, что хромогенные питательные среды дороже традиционных, все больше пользователей в Украине выбирают именно их. А Вы пользуетесь хромогенными средами?
Агар хромогенный для кандид (Candida Chromogenic Agar)
Агар хромогенный для кандид является альтернативой традиционным средам для выделения и идентификации Candida spp. Хромогенные субстраты, содержащиеся в данной среде, позволяют легко и быстро идеентифицировать и дифференцировать пять различных видов кандид: Candida albicans, Candida tropicalis, Candida krusei, Candida glabrata и Candida parapsilosis по цвету колоний.
Колонии Candida albicans – зеленые, Candida krusei – фиолетово-розовые, Candida tropicalis – синие, Candida glabrata и Candida parapsilosis – бледно-фиолетовый.
Глюкоза в составе среды – ферментируемый углевод, источник углерода и энергии. Пептон является источником питательных веществ, необходимых для роста микроорганизмов: азота, витаминов, минеральных солей и аминокислот. Хлорамфеникол – антибиотик, способствующий выделению патогенных грибов из сильно загрязненных материалов, поскольку он ингибирует большинство сопутствующих бактерий. Этот антибиотик рекомендуется для использования в средах благодаря его термостабильности и широкому бактериальному спектру действия. Хромогенная смесь позволяет получать колонии указанных видов кандид разного цвета.
Разные виды кандид являются возбудителями разного рода инфекций. Кандидоз, наиболее распространенная дрожжевая инфекция, чаще вызывается видом Candida albicans. Реже встречаются инфекции, вызванные, Candida tropicalis и Candida glabrata. Candida spp. встречаются в клинических образцах из-за процессов загрязнения окружающей среды, колонизации и болезней. Патоген Candida albicans обычно чувствителен к азольным группам антигрибковых препаратов. Однако Candida glabrata, Candida tropicalis и Candida krusei толерантны к азолу, таким образом, быстрая идентификация видов кандид является необходимой для установления правильного диагноза и назначения лечения.
Следующие результаты были получены при использовании среды на тестовых культурах после инкубации при температуре 30–37°C и наблюдались через 24, 48 и 72 часа.
Candida tropicalis ATCC 1369
Candida albicans ATCC 10231
Хромогенный агар Кандида
* Дегидратированный порошок, гигроскопический по характеру, хранить в сухом месте в герметичных контейнерах при температуре ниже 25°C и защитить от прямого солнечного света.
Указания по применению
Растворить 42,72 г в 1000 мл дистиллированной воды. Осторожно довести до кипения, слегка завихряя, и полностью растворить среду. НЕ АВТОКЛАВИРОВАТЬ. НЕ ПЕРЕГРЕВАТЬ. Остудить до 50ºC. Хорошо перемешать и разлить в стерильные чашки Петри.
Внешний вид: Светло-янтарный цвет, прозрачный
pH (при 25°C): 6,3 ±0,2
ХРОМОГЕННЫЙ АГАР CANDIDA или Хромогенный агар для дифференциации грибов рода кандида используется для селективной изоляции и дифференциации видов Candida в смешанной флоре. Хромогенный агар Candida позволяет легко и быстро идентифицировать и дифференцировать все 3 вида, демонстрируя понятные результаты на одной чашке в виде колоний, окрашенных в разные цвета. Данная среда оптимизирована таким образом, чтобы быть чувствительной к C. albicans, C. tropicalis и Candida kefyr и протестирована с широким диапазоном дрожжевых и некоторых плесневых грибов. Пептон специальный и дрожжевой экстракт обеспечивают азотистыми, углеродистыми соединениями и другими важными для роста питательными веществами. Хлорамфеникол подавляет бактериальную флору. Разные виды Candida вызывают разные виды инфекций. Candida albicans является самой распространенной и обычно восприимчива к противогрибковым средствам группы азолов. Однако Candida glabrata, Candida tropicalis и Candida krusei устойчивы к азолам, таким образом быстрая идентификация разных видов Candida важна для правильной диагностики и лечения. В данной хромогенной среде, три разных вида Candida albicans, Candida tropicalis и Candida krusei можно дифференцировать благодаря хромогенным веществам, присутствующим в среде. Колонии Candida albicans имеют зеленый цвет, Candida krusei – пурпурно-розовый, а Candida tropicalis - синий. Тест-штаммы C. albicans дали колонии бирюзово-голубого цвета, как заявлено, однако штаммы C. dubliniensis дали аналогичный цвет колонии. Известно, что хромогенный агар Candida дает зеленые колонии C. albicans и металлические синие колонии C. tropicalis. В данном исследовании, большинство штаммов C. albicans дали зеленые колонии после 48 ч инкубации. Колонии трех штаммов C. dubliniensis имели зеленый цвет. Только 7 из 10 штаммов C. tropicalis дали предполагаемый стальной синий цвет колоний. Известно также, что Хромогенный агар Candida обнаруживает колонии C. krusei по туманно-розовому цвету. Три из четырех тест-штаммов дали розовые колонии после 48 ч инкубации, но всего после 24 ч инкубации цвета колонии двух из этих штаммов изменились с розового на пурпурный. Оставшийся штамм C. krusei дал пурпурные или белые колонии даже после 48 ч инкубации. Кроме того, полезность цвета колонии при идентификации C. krusei по-видимому небольшая, так как некоторые другие дрожжи дали розовые колонии на хромогенном агаре Candida, включая C. lusitaniae, C. parapsilosis и B. capitatus.
Сухие среды с хромогенным субстратом
| Название | Фасовка | Назначение |
- БиохимияБиохимия
- Анализ мочиАнализ мочи
- ГематологияГематология
- Реагенты и контрольные материалы LABEX Reagens AB для гематологических анализаторов, произведенные в Швеции и в России Реагенты и контрольные материалы LABEX Reagens AB для гематологических анализаторов, произведенные в Швеции и в России
- Гематологический анализатор Quintus. Реагенты, контрольные материалы.Гематологический анализатор Quintus. Реагенты, контрольные материалы.
- Реагенты Boule Medical для гематологических анализаторов Swelab серии ACРеагенты Boule Medical для гематологических анализаторов Swelab серии AC
- Реагенты, контрольные и расходные материалы для гематологических анализаторов Swelab Alfa Реагенты, контрольные и расходные материалы для гематологических анализаторов Swelab Alfa
- Счетчики гематологические Swelab Alfa серииСчетчики гематологические Swelab Alfa серии
- КоагулологияКоагулология
- Экспресс-диагностикаЭкспресс-диагностика
- Системы для взятия крови и лабораторная посуда из пластикаСистемы для взятия крови и лабораторная посуда из пластика
- МикробиологияМикробиология
- Молекулярная биологияМолекулярная биология
- ИммунологияИммунология
- Анализаторы газов и электролитов кровиАнализаторы газов и электролитов крови
- ИммуногематологияИммуногематология
- ИммунохимияИммунохимия
Хромогенная среда для выделения и дифференциации Candida spp
Дрожжевые грибы - все более и более важные болезнетворные микроорганизмы, особенно для людей с подавленным иммунитетом. Это пожилые люди, жертвы СПИДа, и т.д.
CHROMagar Candida позволит не только вырастить и обнаружить дрожжей, как на традиционной среде (Сабуро), но, кроме того, позволит немедленно дифференцировать по цвету колонии различные разновидности Candida.
CHROMagar Candida помогает распознать главную популяцию Candida, заражающую пациента. Продукт предлагает панорамный вид на смешанную популяцию с возможностью распознать присутствие незначительной колонии у пациента.
Агар 15.0; Пептон 10.2; Хромогенная смесь 22.0; Хлорамфеникол 0.5; pH: 6.1 +/- 0.2
(Классический состав, скорректированный для соответствия с рабочими характеристиками)
Для приготовления определенного количества среды добавить сухой порошок в очищенную воду в соответствующем количестве ИЛИ, развести среду в пропорции 47.7 грамм на литр очищенной воды. Размешать порошок вращательными движениями для разбухания агара.
Нагреть и довести до кипения (100°C), при регулярном перемешивании круговыми движениями. Если используется автоклав, нагревать без давления. НЕ НАГРЕВАТЬ ДО ТЕМПЕРАТУРЫ БОЛЕЕ 100°C. Смесь можно довести до кипения в микроволновой печи: после закипания вынуть из печи, аккуратно перемешать, затем поместить обратно в печь, дать быстро вскипеть несколько раз, до получения полностью однородной смеси (зерна агара должны исчезнуть). Кипение должно проходить без вспенивания, крупными пузырями.
Охладить на водяной бане до 45-50°C, аккуратно помешивая. Разлить в стерильные чашки Петри или пробирки, дать застыть (до консистенции геля) и высохнуть.
Хранить в темном месте. Готовые чашки со средой можно хранить при комнатной температуре один день. При температуре 2/8°C – до одного месяца, в темноте, не допуская высыхания.
После хранения в холодильнике довести среду до комнатной температуры. Нанести образец и инкубировать при температуре 30-37°C 48 часов.
МИКРООРГАНИЗМЫ – внешние признаки колоний
C.tropicalis – голубой c металлическим акцентом
C.krusei – розовые, нечеткие
Прочие разновидности – от белого до розовато-лилового
РАБОЧИЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ И ОГРАНИЧЕНИЯ
Специфичность и чувствительность для C.albicans, C.tropicalis и C.krusei превышает 99%
(Odds and Bernaerts 1994). Точная идентификация требует дополнительных тестов
Порошок хранить при температуре 15/30°C. Использовать до даты срока годности, указанной на этикетке.
После интерпретации чашки автоклавировать при 121°C в течение мин. 20 минут.
Хромогенная среда для выделения и дифференциации Candida spp.
количество порошка для приготовления 1000 мл
количество порошка для приготовления 5000 мл
Читайте также:
- Чем и как пропаивать индюшат от кокцидиоза
- Аптеки в которых можно заказать стафилококковый
- Бактерии листериоза в холодильнике
- Порядок организации и проведения лабораторной диагностики холеры
- Прививка от полиомиелита платная или бесплатная