Оглавление темы "Микобактерии. Туберкулез.": 1. Микобактерии. Микобактериозы. Свойства микобактерий. Классификация микобактерий. 2. Туберкулез. Возбудитель туберкулёза человека. Эпидемиология туберкулеза. Распространенность туберкулеза. 3. Морфология туберкулёза человека. Палочка Коха. Тинкториальные свойства туберкулеза. Культуральные свойства возбудителя туберкулеза. 4. Патогенез поражений туберкулеза. Клинические проявления туберкулеза. Очаг Гона. Формы туберкулеза. 5. Диагностика туберкулеза. Принципы микробиологической диагностики туберкулеза. Выделение возбудителя туберкулеза. 6. Биологическая проба при диагностике туберкулеза. Серологические исследования при диагностике туберкулеза. 7. Манту. Реакция манту. Прививка Манту. Кожные пробы с туберкулином. Оценка пробы Манту. 8. Лечение туберкулеза. Методы лечения туберкулеза. Профилактика туберкулеза. Методы профилактики туберкулеза. 9. Бычий туберкулез. Возбудитель бычего туберкулеза. Возбудитель туберкулёза бычьего типа. Свойства бычьего туберкулеза. 10. Африканский туберкулез. Возбудитель африканского туберкулеза. Лепра. Проказа. Возбудитель лепры ( проказы ).
Биологическая проба при диагностике туберкулеза. Серологические исследования при диагностике туберкулеза.
Через 1-2 мес развивается генерализованная инфекция туберкулеза с летальным исходом. Туберкулез можно распознать раньше — постановкой проб с туберкулином (через 3-4 нед) и пункцией лимфатических узлов (лимфадениты обнаруживают уже на 5-10-е сутки после инфицирования).
Для выделения L-форм туберкулеза проводят множественные пассажи на морских свинках.
Для выявления Аг туберкулеза и AT к ним применяются РСК, РА, РПГА, агрегатагглютинации и др. Но они либо не обладают необходимой специфичностью, либо требуют дифференциальной диагностики при получении ложно положительных реакций с Аг и AT к другим микобактериям.
Для туберкулиновых проб наиболее часто применяется старый туберкулин Коха — Alttuberculin Koch (ATK), представляющий собой фильтрат автоклавированной 6—8-недельной бульонной культуры микобактерий туберкулеза, сгущенный выпариванием до 1/10 первоначального объема.
Туберкулин содержит не живые или мертвые микобактерии, а только продукты их жизнедеятельности, элементы микробной клетки и часть среды, на которой росли микобактерии туберкулеза.
Применение туберкулина. Применяются следующие туберкулиновые пробы:
1) кожная проба Пирке (Pirquet, 1907);
2) внутрикожная проба Манту (Mantoux, 1909);
3) подкожная проба Коха (Koch, 1890).
Наибольшее диагностическое значение туберкулиновые реакции имеют у детей. Положительные реакции Пирке у детей до 3 лет могут считаться одним из признаков активного туберкулеза, а не только доказательством инфицирования организма, хотя в этот ранний период болезни у многих детей очень трудно установить локализацию процесса. Предполагают, что микобактерии туберкулеза в ранний период заболевания локализуются в лимфатических узлах.
РРД — Л выпускается в виде готового к употреблению раствора, стерильность которого обеспечивается наличием в нем 0,01% хинезола. Раствор расфасовывается в ампулы по 3 мл с содержанием 30 доз или во флаконы емкостью 5 мл (50 доз). Каждая доза— 0,1 мл содержит 2 туберкулиновые единицы (ТЕ). Для стабилизации биологической активности раствора добавляется 0,005 г твина-80.
Проба Пирке. Пробу Пирке производят на коже средней трети предплечья. Кожу предварительно очищают 2—3% раствором карболовой кислоты (спирт в этом случае не применяют, так как он осаждает белки туберкулина). На обработанную кожу наносят каплю 100% туберкулина, после чего через эту каплю ланцетом для оспопрививания, прокаленным на пламени горелки, производят скарификацию кожи на протяжении 5 мм. Через 5 мин, необходимых для всасывания туберкулина, остатки последнего удаляют ватой. Крови при скарификации не должно быть, так как она мешает всасыванию туберкулина. Результаты скарификационной кожной пробы Пирке проверяют через 48—72 ч. При этом измеряют диаметр возникшей в месте скарификации папулы перпендикулярно царапине. Реакция считается: 1) отрицательной, когда на месте нанесения туберкулина нет никаких изменений, кроме малозаметных кожных скарификаций; 2) сомнительной при диаметре папулы меньше 3 мм; 3) положительной при диаметре более 3 мм и до 10 мм; 4) резко положительной, когда диаметр папулы большее 10 мм, имеется резко выраженная гиперемия кожи вокруг папулы, лимфангит (рис. 4).
Если пробу Пирке производят не только со 100% туберкулином, но и с его разведениями (градуированная проба), то капли раствора следует наносить на кожу предплечья с таким расчетом, чтобы более концентрированные разведения располагались ближе к локтевому суставу, менее концентрированные— к кисти. Ближе всего к кисти наносят каплю растворителя без туберкулина для контроля. Расстояние между каплями должно быть 2—3 см. Скарификацию начинают с капли контроля.
Внутрикожная проба Манту. Для проведения пробы Манту необходимо применять только однограммовые туберкулиновые шприцы и тонкие короткие иглы.
Для каждого обследуемого используются отдельный стерильный шприц и стерильная игла. Шприц не должен пропускать раствор ни через поршень, ни через канюлю иглы.
Стерилизация однограммовых туберкулиновых шприцев и игл производится путем кипячения в дистиллированной (кипяченой) воде в течение 40 мин. Шприцы и иглы кипятят раздельно в маркированных стерилизаторах-укладках после тщательного промывания.
Забор туберкулина из флакона производится следующим образом. После удаления центральной части металлического колпачка резиновая пробка флакона протирается спиртом и
прокалывается инъекционной стерильной иглой, которая остается во флаконе в течение всего дня работы, накрытая стерильной салфеткой. Извлечение раствора туберкулина РРД — Л из флакона производится стерильным шприцем, которым осуществляется проба Манту. В шприц набирают С,2 мм (т. е. две дозы) туберкулина.
Перед каждой туберкулиновой пробой через иглу обязательно выпускается капля раствора.
Проба Манту производится следующим образом. Предварительно на внутренней поверхности средней трети предплечья участок кожи обрабатывается 70% этиловым спиртом и обсушивается ватой. Тонкая игла срезом вверх вводится в верхние слои кожи параллельно ее поверхности — внутрикожно. После введения отверстия иглы в кожу тотчас из шприца вводят строго по делению шкалы 0,1 мл раствора туберкулина, т. е. одну дозу. При правильном проведении пробы в коже образуется маленький плотный инфильтрат беловатого цвета.
Пробу Манту ставит по назначению врача специально обученная медицинская сестра, имеющая документ — допуск к производству туберкулинодиагностики.
Результаты внутрикожной туберкулиновой пробы Манту оцениваются врачом или специально обученной медицинской сестрой, проводившей эту пробу, через 72 ч путем измерения инфильтрата. Прозрачной бесцветной миллиметровой линейкой (из пластмассы) измеряют и регистрируют поперечный (по отношению к оси руки) размер инфильтрата. Гиперемия регистрируется только в случаях, когда нет инфильтрата (рис. 5).
Реакция считается отрицательной при полном отсутствии инфильтрата (гиперемия) или при наличии уколочной реакции (0—1 мм), сомнительной — при инфильтрате (папуле) размером 2—4 мм или только гиперемии любого размера без инфильтрата, положительной при наличии выраженного инфильтрата (папулы) диаметром 5 мм и более. Гиперергическими у детей и подростков считаются реакции с диаметром инфильтрата 17 мм и более, у взрослых — 21 мм и более, а также везикулонекротические реакции независимо от размера инфильтрата, с лимфангитом или без него.
Проба Манту с 2 ТЕ РРД — Л применяется:
С целью раннего выявления туберкулеза проба Манту с 2 ТЕ проводится всем детям и подросткам с 12-месячного возраста один раз в год, независимо от предыдущего результата. Проба ставится на предплечье (в четные годы обследования— на правом, в нечетные — на левом).
Рекомендуется проведение туберкулиновой пробы осуществлять в одно и то же время (лучше осенью).
При решении вопроса о связи положительной реакции Манту у ребенка с инфицированием микобактериями туберкулеза или с состоянием послевакцинной аллергии следует учитывать ряд моментов.
С целью отбора детей и подростков для ревакцинации БЦЖ пробу Манту ставят с 2 ТЕ РРД — Л в следующих возрастных группах: 7, 12 и 17 лет (1-е, 5-е, 10-е классы средней школы). Проведение пробы Манту в этих возрастных группах является одновременно тестом отбора лиц для ревакцинации и для углубленного клинико-лабораторного исследования с целью ранней диагностики туберкулеза.
Ревакцинацию проводят лицам, не инфицированным микобактериями туберкулеза, т. е. клинически здоровым, у которых проба Манту отрицательная.
При массовом обследовании на туберкулез пробу Манту проводят всем практически здоровым детям и подросткам.
Противопоказания к постановке пробы Манту следующие: кожные заболевания, острые и хронические инфекционные заболевания в период обострения, включая реконвалесценцию (не менее 2 мес после исчезновения всех клинических симптомов), аллергические состояния, ревматизм в острой и подострой фазах, бронхиальная астма, эпилепсия.
Не допускают проведения пробы Манту в тех детских коллективах, где имеется карантин по инфекциям.
Пробу Манту производят до проведения профилактических прививок против различных инфекций (оспы, кори и т. д.).
Пробу Манту проводят при обследовании взрослого населения в следующих случаях: при отборе лиц для ревакцинации БЦЖ, для определения инфицированности микобактериями туберкулеза.
Ревакцинации подлежат лица, не инфицированные микобактериями туберкулеза, т. е. клинически здоровые, у которых проба Манту отрицательная.
Лица с положительной пробой Манту направляются в противотуберкулезный диспансер (кабинет) для углубленного исследования и решения вопроса о лечебно-профилактических мероприятиях.
Пробу Манту применяют для определения степени аллергического состояния организма при туберкулезном процессе, а также для дифференциальной диагностики при некоторых заболеваниях. В этих случаях, применяя АТК, устанавливают туберкулиновый титр, т. е. то наименьшее количество туберкулина (или то наибольшее разведение туберкулина), на которое реагирует организм. Выявление высокого титра у больного свидетельствует о наличии активной туберкулезной инфекции и вызванной ею гпперергии; наоборот, отсутствие реакции на разведение туберкулина № 3 (1 : 1000) указывает в большинстве случаев на отсутствие активного процесса. Начинают титрование с введения внутрикожно 0,1 мл большого разведения туберкулина. При отрицательной реакции через 48 ч вводят 0,1 мл следующего, меньшего разведения. Например, после применения разведения № 8 используют разведение № 7, затем № 6 и т. д. до тех пор, пока не будет получена положительная реакция на соответствующее разведение старого туберкулина Коха (АТК).
Подкожная проба Коха. Пробу Коха применяют в сложных в диагностическом отношении случаях. Будучи наиболее чувствительной, проба Коха может вызывать, кроме уколочной (или местной), общую и очаговую реакции. Последние позволяют подтвердить диагноз туберкулеза, а иногда и установить локализацию процесса.
Общая реакция проявляется повышением температуры тела, головной болью, чувством разбитости и недомогания. Характер очаговой реакции зависит от локализации туберкулезного процесса. При поражении туберкулезом сустава появляются припухлость сустава, болезненность, нарушение его функции. Очаговая реакция в туберкулезных очагах легких ведет к возникновению или усилению кашля, к появлению или увеличению мокроты, хрипов, болей в области грудной клетки. Пробу Коха производят после того, как с помощью пробы Манту установлен туберкулиновый титр. Затем под кожу вводят 0,1 мл в 10 раз более слабого разведения ATK-Например, если пороговая реакция была получена на 0,1 мл разведения № 8 ATK, то под кожу вводят 0,1 мл разведения № 9.
В последнее время проба Коха применяется для установления степени активности легочного туберкулезного процесса у лиц, длительно лечившихся или состоящих на диспансерном учете в IIl группе по поводу ограниченных очаговых поражений, стабильных по своему характеру. Больным при этом вводят подкожно 0,2 мл разведения № 3 туберкулина (1:1000). Образование на месте введения туберкулина инфильтрата диаметром 5—10 мм считается положительной реакцией. При отсутствии общей и очаговой реакции через 24, 48 и 72 ч после введения туберкулина легочный процесс считается закончившимся, а больной — клинически излеченным. Как и другие туберкулиновые пробы, проба Коха должна учитываться не изолированно, а в комплексе с другими клинико-лабораторными показателями.
доктор ветеринарных наук, профессор, заведующий
лабораторией микобактериозов ФГБНУ ВИЭВ,
Москва, Российская Федерация
кандидат ветеринарных наук, старший научный сотрудник
лаборатории микобактериозов ФГБНУ ВИЭВ,
Москва, Российская Федерация.
кандидат ветеринарных наук, доцент кафедры радиобиологии и вирусологии имени академиков А.Д. Белова и В.Н. Сюрина,
ФГБОУ ВО МГАВМиБ – МВА имени К. И. Скрябина,
Москва, Российская Федерация.
В статье представлен обзор и анализ отечественной литературы и нормативных документов о возможности воспроизведения туберкулёза на лабораторных животных. Указаны разные методы заражения, сроки выявления характерных для болезни изменений на морских свинках, кроликах и курах. Представлена оценка достоинств и недостатков биологической пробы на лабораторных животных.
Показано, что и на современном этапе борьбы с туберкулёзом животных биопроба остаётся наиболее точным и надёжным методом подтверждения диагноза.
Туберкулёз был и остаётся одним из широко распространённых инфекционных заболеваний человека и животных, при котором до настоящего времени не разработаны высокоэффективные средства иммунной защиты и лечения. Поэтому при туберкулёзе животных основным звеном в проведении профилактических и оздоровительных мероприятий является диагностика болезни. Применяемые методы диагностики сложные, трудоёмкие, длительные и не позволяют в короткие сроки поставить точный диагноз. Лабораторная диагностика отличается длительностью и относительно низкой эффективностью.
Основными методами диагностики туберкулёза животных в настоящее время являются аллергический, патологоанатомический и бактериологический, так как результаты этих исследований предопределяют окончательный эпизоотологический статус исследуемого поголовья животных, а также в целом фермы и хозяйства. Заболевание туберкулёзом считается установленным, если результаты аллергических исследований подтверждаются данными патологоанатомической экспертизы, а при отсутствии характерных видимых изменений – положительными результатами бактериологического исследования. При проведении бактериологических исследований основным звеном и обоснованием установления диагноза на туберкулёз животных является биологическая проба.
Биологический метод исследования не потерял своего значения и в настоящее время. Так, многие авторы считают биопробу наиболее достоверным методом диагностики туберкулёза животных. Считается, что биопроба даёт положительные результаты у морских свинок при наличии в инъецируемом материале пяти – шести микобактерий (А.П. Аликаева, 1950; Р.О. Драбкина, 1963; Е.А. Финкель и соавт., 1976, 1977; А.И. Кузин, 1982; М.А. Сафин и соавт., 1985; М.Т. Клименко и соавт., 1987; К.К. Ашимова, 1991; С.Ю. Быкова, 1994; А.Д. Панкратова, 2003; Ю.И. Смолянинов и соавт., 2001, 2004; А.С. Донченко и соавт., 2004; Н.С. Боганец, 2006; Р.А. Нуратинов и соавт., 2009; П.В. Бушмелева, 2011; А.Х. Найманов и соавт., 2014).
При постановке биологической пробы изучали различные методы заражения лабораторных животных: алиментарный, подкожный, внутримышечный, интратороксальный, интраторакальный, внутрибрюшинный, конъюнктивальный, интратестикулярный, интраназальный, внутрисердечный, интрацеребральный, в оболочки глаза, внутрикожный и так далее.
В ветеринарной практике для постановки биологической пробы на морских свинках чаще используют подкожный метод введения патологического материала. Этот же метод является основным при определении вирулентности возбудителя туберкулёза.
При работе с кроликами наиболее приемлемым считают внутривенный способ заражения. В основном этот метод используют при определении вида возбудителя туберкулёза.
Е.А. Финкель, Л.В. Михайлова (1976) указывали, что морские свинки отличаются чрезвычайной чувствительностью к заражению микобактериями туберкулёза. У морских свинок можно воспроизвести туберкулёз при любом способе заражения микобактериями бычьего или человеческого видов. Так, при любом методе заражения у морских свинок развивается генерализованный процесс туберкулёза, сопровождающийся гибелью животного. К микобактериям птичьего вида морские свинки менее чувствительны.
Кролики высокочувствительны к M. bovis и менее чувствительны к M. tuberculosis.
Туберкулиновый шок у морской свинки
В историческом плане известно, что уже после открытия туберкулина (1890) Р. Кох установил, что здоровые морские свинки не чувствительны к значительным дозам туберкулина. Больные туберкулёзом морские свинки, наоборот, очень характерно реагируют даже на небольшие дозы туберкулина. Большие дозы препарата могут вызвать гибель больных животных.
Л.А. Зильбер (1948) определила, что при подкожном введении в дозе 0,2 – 0,5 мл альт-туберкулин убивает заражённую морскую свинку в течение 24 –48 часов. Внутрибрюшинное введение препарата в дозе более 0,1 мл вызывает гибель заражённого животного, а здоровые особи легко переносят введение туберкулина даже в дозе 10,0 мл. Интрацеребральное введение туберкулина для больных туберкулёзом смертельно в дозе 0,00001 мл, а для здоровых – только в дозе 3,0 – 5,0 мл.
Р.О. Драбкина, Т.С. Гинсбург (1956), Е.А. Финкель, Л.В. Михайлова, (1976) для воспроизведения туберкулинового шока у морских свинок предложили следующую методику заражения. Морских свинок заражают подкожно культурой M. tuberculosis в дозе 0,01 мг. Через 30 – 40 дней после заражения, на высоте развития аллергической реактивности, животным вводят максимальную смертельную дозу туберкулина, определённую в предварительных опытах. Через 18 – 24 часа после введения туберкулина морские свинки погибают при явлениях туберкулинового шока.
Лабораторная модель воспроизведения туберкулёза животных
Возможность воспроизведения туберкулёза у лабораторных животных определяется различной видовой резистентностью этих особей к туберкулёзу и зависит от применяемого для заражения вида возбудителя вирулентной культуры и количества введённых микобактерий. Для экспериментального воспроизведения туберкулёза чаще всего используют морских свинок, так как они очень чувствительны к заражению туберкулёзом и, на них можно воспроизвести экспериментальное заболевание, вызванное микобактериями бычьего и человеческого видов при любом способе заражения.
Выявление возбудителя в биологическом материале проводят параллельно с культуральным исследованием, используя суспензию патматериала для посева на питательные среды и для введения трём морским свинкам.
Определение видовой принадлежности микобактерий проводят путём введения первичных культур микобактерий трём морским свинкам, трём кроликам и трём курам.
Лабораторных животных предварительно проверяют аллергическим методом с туберкулином. Морских свинок и кроликов исследуют ППД-туберкулином для млекопитающих, кур – ППД-туберкулином для птиц.
Биопробу проводят на лабораторных животных, не реагирующих на введение туберкулина.
Постановка биопробы на морских свинках для выявления туберкулёза в исследуемом биологическом материале
Биопробу проводят с патматериалом от каждого животного в отдельности, допускается составлять общую пробу не более, чем от двух животных одного стада. Считается, что этот метод даёт положительные результаты при наличии в инъецируемом материале даже единичных микобактерий туберкулёза.
Для постановки биопробы берут трёх морских свинок массой 300 – 500 г. Взвесь патматериала, использованного для посева на питательные среды и нейтрализованного 10 %-ым стерильным водным раствором двууглекислой соды до получения рН 7,0 – 7,2, отстаивают до оседания крупных частиц. Образовавшуюся надосадочную суспензию в дозе 1,0 – 2,0 мл вводят каждой морской свинке подкожно в область паха. При развитии туберкулёзного процесса у морских свинок через 14 – 28 суток в месте инъекции наблюдают увеличение и уплотнение регионарного лимфатического узла, уплотнение кожи, затем образование язвы. Морские свинки, как правило, прогрессивно худеют, тем не менее, у некоторых морских свинок туберкулёзный процесс может протекать без каких-либо клинических признаков болезни. За животными ведут наблюдение в течение трёх месяцев. При гибели морских свинок во время срока наблюдения проводят вскрытие трупов и патологоанатомическое исследование. При отсутствии падежа особей подвергают эвтаназии через три месяца после заражения и также проводят патологоанатомическое исследование.
Постановка биопробы для определения видовой принадлежности культур возбудителя туберкулёза
Для определения вида возбудителя, выделенного при культуральном исследовании, заражают трёх морских свинок, трёх кроликов и при необходимости трёх кур. Биопробу ставят отдельно с каждой культурой. Заражение проводят трёх- или четырёхнедельной культурой. Морских свинок заражают подкожно в область паха, кроликов – внутривенно в краевую вену уха, кур – внутривенно в подкрыльцовую вену или внутримышечно в область грудины в дозах по 1,0 мг микобактерий, суспендированных в 1,0 мл физиологического раствора. За животными ведут наблюдение в течение трёх месяцев. При гибели особей в течение срока наблюдения проводят вскрытие трупов. При отсутствии падежа животных подвергают эвтаназии через три месяца после заражения.
Определение вида возбудителя проводят на основании патологоанатомических изменений у заражённых животных.
M. bovis вызывает у морских свинок и кроликов генерализованный туберкулёз в течение 20 – 90 суток после введения культуры. У морских свинок в регионарных к месту введения паховых лимфоузлах обнаруживают казеозные очаги. Аналогично поражаются и другие лимфатические узлы. Селезёнка и печень увеличиваются в объёме, становятся плотными, с серо-белыми или серо-жёлтыми мелкими сливающимися узелками. В лёгких также обнаруживают множественные серо-белые очажки.
У кроликов резко увеличиваются лёгкие, в них обнаруживают множественные серо-белые очажки, часто с некрозом. В печени и селезёнке очажки поражения часто наблюдаются в виде отдельных небольших узелков. В почках могут развиваться очаговые поражения.
M. tuberculosis у морских свинок вызывает генерализованный туберкулёз, а у кроликов не вызывает такого прогрессирующего процесса. У кроликов обнаруживают единичные очажки в лёгких, редко в почках, часто поражения отсутствуют.
M. avium у морских свинок, как правило, вызывает только абсцесс в месте введения культуры и увеличение регионарного пахового лимфатического узла. У кроликов вызывает сепсис, который характеризуется резким увеличением селезёнки и гибелью животных в течение 10 – 30 суток. Куры погибают в течение 30 суток, иногда выживают до двух-трёх месяцев. У погибших птиц на вскрытии отмечают резкое увеличение селезёнки и печени. При микроскопии обнаруживают обилие кислотоустойчивых микобактерий. У убитых через три месяца кур находят множественные серо-белые бугорки в печени и селезёнке, а в окрашенных по Циль-Нильсену мазках из органов – микобактерии туберкулёза.
M. bovis и M. tuberculosis при внутривенном заражении кур не вызывают у них заболевания и каких-либо изменений в органах.
Резюмируя указанное, принадлежность микобактерий туберкулёза к тому или другому виду определяют по следующим данным: при генерализованном процессе туберкулёза у морских свинок и кроликов – M. bovis; при отсутствии поражений или наличии единичных типичных очажков в лёгких у кроликов и генерализованном процессе у морских свинок – M. tuberculosis; при наличии поражений у кур и септического процесса у кроликов – M. avium.
В последние годы в ветеринарной практике некоторые исследователи предлагают использовать ускоренный способ проведения биологической пробы на морских свинках.
Н.С. Боганец, А.Д. Панкратова, В.Ф. Бордюч, Н.Н. Кошеев (2001), А.Д. Панкратова (2003), Ю.И. Смолянинов, Н.С. Боганец, А.Д. Панкратова (2004), Н.С. Боганец (2006), Н.С. Боганец, Н.А. Свириденко, Л.Т. Аппельганс, А.Д. Панкратова (2011) установили, что организм морских свинок индифферентен к ППД-туберкулину для млекопитающих в дозах до 5,0 мл стандартного разведения при внутрибрюшинном введении. Летальная доза туберкулина для них составляет 15,0 – 20,0 мл. Внутрибрюшинное введение ППД-туберкулина для млекопитающих заражённым морским свинкам в дозе 1,0 мл стандартного разведения вызывает анафилактический шок с последующей гибелью в течение 16 – 25 часов. Оптимальный срок внутрибрюшинного введения ППД-туберкулина для млекопитающих, при котором воспроизводится анафилактический шок, у всех заражённых морских свинок составляет 30 дней.
Для сокращения сроков постановки биологической пробы авторы предлагают ускоренный способ проведения биологической пробы с конечной целью воспроизвести анафилактический туберкулиновый шок у заражённых животных.
В целях усовершенствования биологической пробы некоторые исследователи предлагают использовать новые экспериментальные модели для воспроизведения туберкулёза.
П.В. Бушмелёва (2011) установила, что перепела восприимчивы к заражению туберкулёзом птичьего вида, внутривенное введение 41-суточным перепелам суспензии культуры M. avium вызывает выраженные изменения во внутренних органах. Карликовые кролики более чувствительны к возбудителю M. bovis, чем кролики породы советская шиншилла. Автор предлагает усовершенствованный метод биологической пробы с использованием перепелов и карликовых кроликов для идентификации культур M. avium и M. bovis.
Другие исследователи предлагают использовать морских свинок в качестве лабораторной модели для выявления туберкулёзной инфекции при сравнительных исследованиях микобактериальных аллергенов.
Ю.М. Мясоедов, А.Х. Найманов (2015) установили, что сенсибилизированные M. bovis (штамм БЦЖ) морские свинки являются оптимальной лабораторной моделью для воспроизведения повышенной чувствительности замедленного типа (ПЧЗТ) при сравнительных исследованиях микобактериальных аллергенов. Эта модель характеризуется высокой степенью сходства с моделью, предполагающей использование вирулентных M. bovis (штамм 8).
Вариант лабораторной модели выявления туберкулёзной инфекции, предполагающий внутрикожное введение морским свинкам M. bovis (штамм БЦЖ), характеризуется безопасностью, оптимальной интенсивностью развития кожной реакции и является наиболее приемлемым для развития ПЧЗТ. Авторы считают, что внутрикожное введение авирулентных M. bovis (штамм БЦЖ) является оптимальным для сравнительного изучения микобактериальных аллергенов и позволяет проводить оценку развития ПЧЗТ в организме морских свинок.
Ю.М. Мясоедов, В.М. Безгин, В.Е. Козлов, А.Х. Найманов (2016) провели перерасчёт ранее используемых при диагностике туберкулёза животных туберкулиновых единиц (ТЕ) ППД-туберкулина для млекопитающих в международные единицы (МЕ) и оценку эффективности диагностической дозы ППД-туберкулина для млекопитающих при постановке биопробы на морских свинках.
Авторы установили, что используемые ранее при постановке биопробы 25 ТЕ (Международный стандарт PPD-S) соответствуют 5 МЕ (PPD-bovine).
На инфицированных M. bovis (штамм БЦЖ) морских свинках показано, что применение ППД-туберкулина для млекопитающих с биологической активностью от 600 до 15000 МЕ/см 3 и стандартной схемы разведения позволяет получить дозировку 3,3 МЕ, 5,0 МЕ и 7,5 МЕ, которые выявляют до 100 % инфицированных морских свинок.
Представленный обзор литературных данных показывает, что биологический метод исследования при туберкулёзе применяется с момента открытия возбудителя и является одним из старых, классических методов воспроизведения заболевания на лабораторных животных. По мнению А.Х. Найманова, М.И. Гулюкина (2014), этот метод сохраняет свою актуальность и на современном этапе борьбы с туберкулёзом животных как наиболее точный и надёжный метод постановки диагноза. Кроме того, метод обладает высокой чувствительностью и специфичностью. Недостатком биологической пробы является длительность, трудоёмкость, высокая стоимость исследований. Тем не менее, и в настоящее время биологическая проба остаётся единственным и точным методом подтверждения диагноза на туберкулёз.
На современном этапе борьбы с туберкулёзом животных диагностика должна быть комплексной, с использованием эпизоотологического анализа, аллергических, патологоанатомических и лабораторных методов диагностики. В конечном итоге, в сложных случаях при установлении диагноза на туберкулёз и сомнительных результатах патологоанатомического исследования биологическая проба на лабораторных животных является наиболее точным и надёжным методом подтверждения диагноза.
1 Ашимова, К.К. Совершенствование биологической пробы при диагностике туберкулёза крупного рогатого скота: Автореф. дисс. к.в.н. / К.К. Ашимова. – Москва, 1991. – 27 с.
3 Боганец, Н.С. Бактериологическая диагностика туберкулёза животных и её усовершенствование: Автореф. дисс. д.в.н. / Н.С. Боганец. – Омск, 2006. – 38 с.
5 Бушмелёва, П.В. Новые экспериментальные модели для биологической пробы при диагностике туберкулёза сельскохозяйственных животных: Автореф. дисс. к.б.н.. – Новосибирск, 2011. – 20 с.
6 Быкова, С.Ю. Течение туберкулёза у морских свинок на фоне инфицирования атипичными микобактериями: Автореф. дисс. к.в.н. / С.Ю. Быкова. 1994. – 23 с.
8 Клименко, М.Т. Результаты биологического и культурального методов исследования при диагностике туберкулёза / М.Т. Клименко, Т.С. Гинсбург // Проблемы туберкулёза. – 1987. – № 8. – С. 45-47.
9 Мясоедов, Ю.М. Разработка лабораторной модели в целях выявления ПЧЗТ при исследовании микобактериальных аллергенов / Ю.М. Мясоедов, А.Х. Найманов // Ветеринария и кормление. – 2015. – № 2. – С. 28-31.
10 Мясоедов, Ю.М. Оптимальная диагностическая доза ППД-туберкулина для млекопитающих в МЕ при биологической пробе на лабораторных животных / Ю.М. Мясоедов, В.М. Безгин, В.Е. Козлов, А.Х. Найманов // Ветеринария и кормление. – 2016. - № 6. – С. 31-33.
11 Найманов, А.Х. Микобактериальные инфекции крупного рогатого скота (туберкулёз, паратуберкулёз) / А.Х. Найманов, М.И. Гулюкин // М.: ЗооветКнига. – 2014. – 235 с.
