Пцр диагностика инфекций у новорожденных

За звучной аббревиатурой ПЦР скрывается сложная и не слишком понятная для рядового пациента расшифровка — полимеразная цепная реакция. Что же такое ПЦР-диагностика, на чем она основана и почему в последнее время ее стали считать самой перспективной технологией в постановке диагнозов, касающихся инфекционных и вирусных заболеваний? Мы расскажем о преимуществах ПЦР-метода, его особенностях и этапах проведения.

ПЦР-диагностика: что это такое?

Диагностика методом ПЦР существует чуть более 30 лет. Значительно эволюционировав за это время, она зарекомендовала себя как один из наиболее точных способов выявления инфекций. В основе метода лежит принцип многократного увеличения микроскопических концентраций фрагментов ДНК возбудителя в биологической пробе пациента в искусственных условиях. В результате сложного процесса, называемого амплификацией, под воздействием ферментов и изменения температуры (от 50 до 95°С) из одной молекулы ДНК образуется две. При этом происходит копирование участка ДНК, который присутствует только у того вида патогенного микроорганизма, который интересует врача.

Цикл образования новой молекулы ДНК занимает всего около 3 минут, а тридцати-сорока циклов вполне достаточно, чтобы получить количество молекул, необходимое для достоверного визуального определения методом электрофореза.

Кроме амплификации, то есть простого увеличения числа копий молекулы ДНК, с помощью ПЦР можно производить и другие манипуляции с генетическим материалом, например, сращивать фрагменты ДНК, вводить мутации и т.д. Это позволяет использовать ПЦР не только для диагностики инфекционных и генетических заболеваний, но и для установления отцовства, клонирования и выделения новых генов.

ПЦР-диагностика проводится в специальных лабораториях с помощью амплификационного оборудования. На сегодня существует множество различных модификаций ПЦР, включая технологии с использованием не только ДНК, но и фрагментов рибонуклеиновой кислоты (РНК). В некоторых из них амплификация осуществляется при постоянной температуре, и для их проведения специальное оборудование не требуется.

Еще одна популярная модификация ПЦР — мультиплексная амплификация (МПА), которая позволяет проводить исследование сразу нескольких изучаемых фрагментов в одной пробирке. Это не только ускоряет и удешевляет проведение анализа, но и позволяет рассматривать одни фрагменты, получившиеся в результате реакции, в качестве положительных маркеров для других, что еще больше увеличивает точность исследования методом ПЦР.

В клинической медицине ПЦР-диагностика является одним из наиболее востребованных методов анализа в самых разных сферах:

Прямое определение возбудителя инфекции. Некоторые традиционные методы, такие как иммуноферментный анализ (ИФА), выделяют только белки-маркеры, которые являются продуктом жизнедеятельности возбудителей инфекции, а потому только косвенно указывают на присутствие микроорганизмов. Наличие специфического участка в ДНК, выявленное с помощью ПЦР, безошибочно или почти безошибочно указывает на присутствие конкретной инфекции.
Высокая специфичность метода . Она обусловлена тем, что в исследуемом материале выявляется фрагмент ДНК, характерный только для конкретного возбудителя инфекции. Специфичность исключает возможность ложных результатов анализа, тогда как в иммунологических методах исследований ошибки вполне вероятны из-за перекрестной реакции антигенов.
Высокая чувствительность . При помощи ПЦР-диагностики можно выявить присутствие в организме даже единичных клеток вирусов или бактерий в тех случаях, когда обычными методами сделать это практически невозможно. ПРЦ определяет наличие всего 10–100 клеток в пробе, тогда как иммунологическими и микроскопическими тестами можно определить наличие инфекции при количестве клеток не менее 103–105.
Универсальность . Сходство состава всех ДНК или РНК дает возможность применять универсальные методы лабораторных исследований, диагностируя сразу несколько возбудителей из одной биологической пробы.
Скорость получения результатов . Поскольку для проведения ПЦР-диагностики не нужен посев и выделение культуры возбудителя, то и большого количества времени на нее не требуется. Весь цикл — от забора биоматериала до получения результатов — занимает 4–5 часов.
Диагностика латентных инфекций . ПЦР-методом диагностируются трудно культивируемые и некультивируемые формы микроорганизмов, встречающиеся в тех случаях, когда заболевание протекает в скрытой форме.

Методом ПЦР можно выявлять возбудителей инфекции не только в организме человека, но и в почве, воде, продуктах питания.

Тем не менее не стоит думать, что ПЦР-диагностика не имеет недостатков. У нее есть свои ограничения, но их количество настолько незначительно, что не может отрицательно повлиять на популярность и эффективность метода:

Вероятность амплификации ДНК не только живого, но и погибшего микроорганизма . При проведении ПЦР-диагностики для контроля эффективности лечения необходимо соблюдать определенные требования. В частности, проводить ПЦР нужно после определенного промежутка времени (1–2 месяца), за который происходит полное исчезновение возбудителя инфекции в организме.
Возможность возникновения перекрестной реакции . Подбор фрагментов ДНК (праймеров) осуществляется на основе знаний о генетическом строении конкретного микроорганизма. Но теоретически такой же фрагмент может присутствовать и у других микроорганизмов, геном которых на сегодняшний день еще не расшифрован. Их присутствие в пробе может привести к ложноположительному результату анализа.
Изменчивость микроорганизмов . Эта способность возбудителей к мутации иногда приводит к тому, что некоторые их штаммы становятся неуловимыми в процессе ПЦР-анализа.

Чтобы уменьшить риски, разработаны стандарты объемов испытаний тест-систем ПЦР-диагностики, включающие проверку на перекрестные реакции и тестирование всех известных штаммов конкретного возбудителя.

ПЦР-диагностика проводится в специальной лаборатории в несколько этапов.

Забор биоматериала . Процедура, предшествующая непосредственному анализу, которая осуществляется в процедурном кабинете соответствующего профиля. Забор делается с помощью стерильного оборудования только в стерильные пробирки. Материалом для исследования могут быть:
- Эпителиальные соскобы со слизистых оболочек: из уретры, из цервикального канала, со слизистой дыхательных путей и зева, из конъюнктивы. Забор проводится с помощью специального ершика, при этом недопустимо попадание в материал следов крови.
- Моча . Собираются первые 50 г утренней мочи в стерильную емкость. Материал используется для диагностики мочеполовых инфекций.
- Мокрота . Используется для ПЦР-диагностики туберкулеза и респираторных форм микоплазмоза и хламидиоза. Мокроту собирают в стерильный флакон в количестве 15–20 мг.
- Кровь, сыворотка, плазма . С их помощью диагностируются гепатиты, герпес, ВИЧ-инфекция. Для анализа используется венозная кровь (1–1,5 мл), собранная у пациента натощак в стерильную пробирку. Хранить биоматериал можно не более суток при температуре 4°С. Замораживать кровь категорически запрещается.
- Биологические жидкости . К ним относятся слюна, сок простаты, околоплодная, плевральная, спинномозговая, суставная жидкости. Собираются при помощи пункции с использованием стерильного инструментария в количестве 0,1–1,5 мл в стерильные пробирки.
- Биоптаты , т.е. материалы, полученные путем биопсии. Обычно на анализ отправляют биоптаты двенадцатиперстной кишки или желудка, чтобы выявить хеликобактерную инфекцию. Объем материала 2–3 мм 3 .
Хранение и транспортировка биоматериала . Хранить образцы можно при комнатной температуре не более 2 часов. Если необходимо длительное хранение, то пробы помещают в холодильник с температурой 2–8°С на срок не более одних суток. Допустимо хранение некоторых биоматериалов в течение двух недель в замороженном виде при температуре -20°С. Оттаивание и повторное замораживание проб запрещено. Транспортировка, если она необходима, должна проводиться в специальных термоконтейнерах или термосах с соблюдением всех правил хранения и перевозки биоматериалов.
Выделение ДНК из образца . Способ выделения зависит от вида определяемого микроорганизма и от вида биологического образца. Если, например, анализируется соскоб эпителиальных клеток, используется так называемый метод твердофазной сорбции, заключающийся в добавлении в образец специального вещества, концентрации ДНК на сорбенте и его многократной отмывке буферным раствором.
Проведение ПЦР . Некоторое количество образца из биологической пробы переносится в специальную микроцентрифужную пробирку. Туда же добавляется амплификационная смесь, имеющая сложный состав, в объеме 25 мл. Пробирки устанавливают в программируемый термостат, и автоматическом режиме проводится амплификация. Время ее проведения зависит от заданной программы и составляет 2–3 часа. Одновременно с опытными пробами проводятся контрольные — положительные , включающие в себя контрольный препарат ДНК исследуемого возбудителя, и отрицательные , не содержащие исследуемую ДНК. Количество циклов амплификации варьирует от 30 до 40, более 40 циклов проводить не рекомендуется, так как это способствует увеличению количества неспецифических продуктов в пробе.
Регистрация результатов . Фрагмент ДНК, характерный для возбудителя инфекции, выделяют методом электрофореза в присутствии специального вещества — бромистого этидия. Его соединение с фрагментами ДНК дает светящиеся полосы при облучении ультрафиолетовым излучением. Образец помещают в камеру для электрофореза и в течение 35–40 минут проводят разделение продуктов амплификации. После этого образец просматривают в ультрафиолетовом свете — наличие оранжевой светящейся полосы свидетельствует о положительном результате.
Интерпретация результатов исследования . Результат ПЦР-диагностики может быть либо положительным, либо отрицательным. Положительный результат говорит о том, что в организме человека обнаружены следы инфекции, причем именно в данный момент времени. Количественный результат ПЦР-анализа оценить может только врач, они индивидуальны для разных типов инфекций. На основании количественного результата можно сделать вывод о степени активности заболевания и определить характер лечения.

Цена ПЦР-диагностики зависит от того, на какую конкретно инфекцию пациент планирует проверяться, от вида анализируемого материала, методики тестирования — качественной или количественной. Цена за определение одной инфекции составляет от 200 до 800 рублей в разных клиниках. Кроме того, к стоимости анализа добавится и плата за забор биоматериала — около 400 рублей. Средняя стоимость ПЦР-диагностики разных видов приведена в таблице 1.

Таблица 1 . Примерные цены на анализы ПЦР в Москве

Название анализа	Цена, руб.
Определение ДНК хламидия	750
Определение ДНК микоплазмы хоминис	540
Определение микоплазмы гениталиум	350
Определение ДНК уреаплазмы	350
Гонококк, определение ДНК	350
Определение ДНК герпеса (разные типы)	350–600
Определение ДНК кандиды	570
Вирус краснухи, определение РНК	800
Дифференцированное определение ДНК ВПЧ (разные типы)	350–1900 [1]

Роль метода ПЦР в диагностике врожденных и нозокомиальных инфекций у новорожденных

Идентификация инфекционного агента является ключевым фактором в определении тактики проведения антибактериальной терапии, однако длительность микробиологического исследования приводит к запаздыванию старта этио-патогенетической терапии, выбору неоптимальной схемы лечения. Использование молекулярно-генетической идентификации микроорганизмов позволяет получить результат в течение нескольких часов.
Цель исследования. Определение роли и клинической значимости метода полимеразной цепной реакции (ПЦР) в режиме реального времени в диагностике врожденных и нозокомиальных инфекций в периоде новорожденности.
Материал и методы. В работе проведено сравнение микробиологического и молекулярно-генетического методов идентификации микробных агентов в условиях отделения реанимации и интенсивной терапии новорожденных.
Результаты исследования. На основании 272 параллельно выполненных исследований показана высокая конкордантность использованных методов. При этом с помощью ПЦР результаты были получены врачами в 4 раза быстрее, чем идентификация чистой культуры при микробиологическом исследовании (предварительные посевы без определения чувствительности к антибиотикам) и в 8 раз быстрее, чем окончательные результаты микробиологического исследования.
Заключение. Метод ПЦР-диагностики является высокоточным, быстрым и может быть рекомендован для рутинной практики при совместном его использовании с традиционным микробиологическим методом при осуществлении инфекционного контроля в отделениях неонатологического профиля.

Работа частично поддержана Государственным контрактом Министерства образования и науки РФ №16.522.12.2009 от 29.09.2011.

Одним из приоритетных направлений в современной неонатологии является выхаживание недоношенных детей с очень низкой (ОНМТ) и экстремально низкой массой тела (ЭНМТ) при рождении. Данный контингент больных находится в зоне максимального риска по развитию нозокомиальных инфекций. C одной стороны, это связано с незавершенностью процессов формирования иммунного ответа у глубоко недоношенных детей, необходимостью длительного применения различных видов респираторной поддержки, постановки центральных сосудистых катетеров, осуществления большого числа заборов крови и других инвазивных процедур, с другой стороны, с особенностями госпитальной флоры, вносящей существенный вклад в реализацию нозокомиальных инфекций у новорожденных[1].

Возбудителями госпитальных инфекций являются условно-патогенные микроорганизмы (УПМ). Они широко распространены, устойчивы во внешней среде, а также обладают способностью к образованию биопленок [2]. В процессе антимикробной терапии условно-патогенные микроорганизмы приобретают резистентность к применяемым антибактериальным препаратам. Существенное значение в реализации инфекционных процессов среди пациентов реанимационных отделений придается группе так называемых ESKAPE-патогенов, к которым относятся Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumanii, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter spp. [3].

Не вызывает сомнений также тот факт, что идентификация инфекционного агента является ключевым фактором в определении тактики проведения целенаправленной антибактериальной терапии или, напротив, ее отмены в случае отсутствия возбудителя.

Таким образом, именно с целью слежения за циркулирующей госпитальной микрофлорой, а также для обеспечения своевременной и быстрой идентификации возможных возбудителей врожденных и нозокомиальных инфекций в отделении реанимации и интенсивной терапии новорожденных (ОРИТН) ФГБУ НЦАГиП им. В.И. Кулакова уже в течение 20 лет ведется регулярный микробиологический мониторинг, включающий выполнение дважды в неделю новорожденным посевов со слизистых оболочек (кал, зев), начиная с рождения. При наличии показаний дополнительно проводятся посевы отделяемого из трахеи, крови, мочи, ликвора, асцитической и плевральной жидкостей, отделяемого пупочной ранки, поврежденной кожи, конъюнктивы и других локусов.

Знание особенностей ESKAPE-патогенов и других УПМ, циркулирующих в реанимационном отделении, позволяет своевременно реагировать на клинически выраженное ухудшение состояния пациентов и назначать адекватную антибактериальную терапию [4, 5].

Основанием для исследования посевов материала из нестерильных локусов является широко известный феномен транслокации УПМ со слизистых оболочек в кровь и во внутренние органы [6–8] и наличие возможной причинно-следственной связи между патогенной флорой, контаминирующей ребенка, и инфекционным процессом.

В различных учреждениях в зависимости от уровня оснащенности микробиологических лабораторий результаты выполненных посевов могут быть получены в интервале от 3 до 10 дней. Позднее получение результатов микробиологических исследований приводит к запаздыванию старта этио-патогенетической антибактериальной терапии, к выбору неоптимальной схемы антибактериальной терапии, неоправданно широкому применению антибиотиков резерва, что, в свою очередь, в дальнейшем приводит к нарастанию мультирезистентности микроорганизмов [4, 7].

Наряду с традиционным выделением возбудителей микробиологическими методами в последние годы все большую актуальность приобретает использование молекулярно-генетических методов для более быстрой идентификации патогенов, способных вызывать течение инфекционного процесса у новорожденных, в том числе недоношенных детей с ЭНМТ и ОНМТ, находящихся в условиях отделения реанимации. Проведение полимеразной цепной реакции (ПЦР) в режиме реального времени позволяет идентифицировать возбудителя в биологическом материале в течение нескольких часов [9–12]. Вместе с тем, в силу относительной новизны методики, а также изменчивости микробного пейзажа стационаров, роль и клиническая значимость метода ПЦР в режиме реального времени в практике неонатальной реанимации до настоящего времени полностью не определена.

Таким образом, целью нашей работы было определение роли и клинической значимости метода ПЦР с детекцией результатов в режиме реального времени в диагностике врожденных и нозокомиальных инфекций у пациентов ОРИТН в периоде новорожденности.

Материал и методы исследования

В данное исследование были включены 68 детей различной массы и гестационного возраста, госпитализированных в ОРИТН ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова за период с января по сентябрь 2012 года, которым наряду со стандартными микробиологическими посевами, осуществлявшимися в рамках микробиологического мониторинга в отделении, проводилась также ПЦР в режиме реального времени для идентификации возможных возбудителей.

Были проанализированы 272 параллельно выполненных исследования (клинический материал забирали в одни и те же дни) по выявлению бактериальных агентов молекулярно-генетическим (ПЦР в режиме реального времени) и микробиологическим методами.

Материал для проведения плановых микробиологических исследований со слизистой зева и ануса новорожденных брали стерильными одноразовыми ватными тампонами и помещали в пробирку с транспортной средой Эймс с активированным углем. При наличии показаний получали отделяемое трахеи (в случае проведения искусственной вентиляции легких), кровь и другой биоматериал. Посевы крови и других в норме стерильных жидкостей проводили с использованием коммерческих флаконов с питательной средой для культивирования в автоматическом гематологическом анализаторе Bact/Alert (BioMerieux, США).

Показаниями для взятия крови на бактериологическое исследование были: дыхательные нарушения у детей при рождении, требующие проведения различных видов респираторной поддержки; клиническое ухудшение состояния новорожденных, связанное с развитием инфекционного процесса.

Для выполнения посевов использовались следующие питательные среды: 5% кровяной агар, среды Эндо и Сабуро, сахарный бульон. В течение 24–48 ч оценивалось наличие или отсутствие роста микроорганизмов. Идентификацию выделенных штаммов осуществляли параллельно двумя методами: по биохимическим показателям с использованием автоматического анализатора Vitec2Compact (BioMerieux, США) и протеомными методами с помощью масс-спектрометрии на масс-спектрометрометре AutoflexIII MALDI TOF MS (Bruker Daltonics, Германия) с программным обеспечением MALDI Biotyper.

Под spp. подразумевается группа микроорганизмов, которые относятся к данному роду, но могут не соответствовать роду в его систематическом понимании.

Результаты исследования

Спектр основной патологии среди детей, включенных в исследование, представлен в табл. 1.

Совпадение результатов микробиологических посевов и проведенной ПЦР-диагностики было выявлено в 75% случаев (204 исследования), в 70% из которых (142 исследования) возбудитель был идентифицирован, а в 30% случаев (62 исследования) молекулярно-генетические и микробиологические методы дали отрицательный результат. Детекция возбудителя методом ПЦР, не подтвержденная последующими микробиологическими посевами, определялась в 34 исследованиях (12%). Положительные микробиологические посевы при отрицательной ПЦР-диагностике были получены в результате 23 исследований (8%).

Полное несовпадение полученных результатов регистрировалось в 11 исследованиях (5%) (рис. 1).

Нами была оценена скорость получения результатов традиционного микробиологического исследования и исследования биоматериала пациентов методом ПЦР в режиме реального времени. Данные о сроках получения результатов анализов представлены в табл. 2.

Из таблицы видно, что результаты идентификации микроорганизмов методом ПЦР в режиме реального времени были получены врачами в 4 раза быстрее, чем результаты идентификации чистой культуры при микробиологическом исследовании (предварительные посевы) и в 8 раз быстрее, чем окончательные результаты микробиологического исследования с получением антибиотикограммы выделенных микроорганизмов.

Мы оценили значимость ПЦР-диагностики в ситуациях стремительного клинико-лабораторного ухудшения состояния новорожденных за счет нарастания инфекционного процесса в том временном интервале, когда результаты ПЦР-диагностики уже были получены, а результаты микробиологической диагностики были неизвестны, так как находились еще в работе. Среди возбудителей методом ПЦР наиболее часто детектировались: Staphylococcus spp. с геном метициллинрезистентности, в единичных случаях встречались Klebsiella spp., Acinetobacter spp., Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia spp. Исходя из существующих в настоящее время подходов к лечению [4, 7], этим пациентам требовалась смена антибактериальной терапии.

При ухудшении клинического состояния новорожденных и при получении положительных результатов ПЦР-диагностики меняли антибактериальную терапию. Число таких детей составило 19, и на протяжении их пребывания в ОРИТН им было осуществлено 25 смен антибактериальной терапии. Следует подчеркнуть, что принятие решения об изменении антибактериальной терапии врачами и клиническим фармакологом Центра основывалось не только на данных молекулярно-генетической и микробиологической диагностики, но, в первую очередь, на клиническом ухудшении и нарастании лабораторных маркеров инфекционного процесса. В случае отсутствия отрицательной динамики в клинико-лабораторном статусе детей антибактериальная терапия не менялась. Схема выбора терапевтической тактики представлена на рис. 2.

Полученные позднее результаты бактериальных посевов полностью подтвердили результаты ПЦР-диагностики, а также правильность выбранной антибактериальной терапии.

Обсуждение

Учитывая совпадение в 75% случаев результатов проведенной одновременно ПЦР-диагностики и микробиологической диагностики образцов биоматериала из идентичных локусов, метод ПЦР в режиме реального времени следует признать достаточно информативным в диагностике нозокомиальных инфекций среди детей, находящихся на лечении в ОРИТН. Несовпадение полученных результатов может быть объяснено рядом причин. Положительные результаты ПЦР-диагностики, не подтвержденные впоследствии результатами микробиологических посевов, могут являться как ложно, так и истинно положительными. Ложноположительные результаты могут быть обусловлены загрязнением используемых для работы реагентов (контаминацией), а истинно положительные результаты, вероятно, связаны с более высокой чувствительностью молекулярно-генетических методов исследования. Напротив, положительные результаты микробиологических посевов при отрицательных результатах ПЦР-диагностики могут быть связаны как с неточностью микробиологической идентификации микроорганизмов, так и с недостаточной чувствительностью отдельных молекулярно-генетических тест-систем.

B. Lucignano и соавт. показали, что метод ПЦР служит весьма ценным дополнением к микробиологическому исследованию крови у детей для диагностики инфекций кровотока, позволяя сократить время исследования до 6 ч и увеличить вероятность обнаружения возбудителя при низкой концентрации микроорганизмов в культуре крови [13]. Остается открытым вопрос, насколько колонизация пациента и наличие микроорганизмов в нестерильных локусах напрямую связаны с течением инфекционного процесса и необходимостью назначения антибактериальной терапии. По нашему мнению, лишь комплекс факторов, а именно: клинические признаки инфекционного токсикоза, повышение уровня маркеров течения воспалительного процесса (лейкоцитоз, нейтрофилез, увеличение значений С-реактивного белка и прокальцитониновый тест) наряду с идентификацией УПМ в нестерильных локусах может свидетельствовать о наличии прямой причинно-следственной связи между выявленным возбудителем и течением инфекционного процесса. Именно такая клиническая ситуация должна, по нашему мнению, являться предпосылкой для назначения или оптимизации проводимой антибактериальной терапии. При отсутствии необходимости быстрого принятия решения о смене антибактериальной терапии на результаты ПЦР-диагностики как самостоятельного метода без подтверждения его микробиологическим тестом ориентироваться не следует.

Не следует забывать, что проведение ПЦР-диагностики предполагает количественное определение специфических фрагментов ДНК возбудителей, что не всегда предполагает наличие живой формы патогенов [13]. Микробиологический метод, напротив, выявляет только живые микроорганизмы. Преимущество микробиологического метода заключается в возможности выявления любых микроорганизмов, способных к росту на определенных стандартами питательных средах, тогда как при ПЦР-методе спектр идентифицируемых микроорганизмов определяется набором специфических праймеров, входящих в состав используемой диагностической панели. Определение чувствительности возбудителя к антимикробным препаратам также является преимуществом микробиологического метода, поскольку результаты антибиотикограммы являются основным опорным фактом при проведении антибактериальной терапии.

Таким образом, на основании полученных результатов можно сделать следующие выводы:

Метод ПЦР в режиме реального времени может быть использован как метод экстренной диагностики возбудителей инфекционных заболеваний и УПМ в ситуациях стремительного клинико-лабораторного ухудшения состояния новорожденных, а также как уточняющий метод в случае затруднения микробиологической идентификации выделенной культуры.
Микробиологический метод целесообразно использовать для изучения особенностей микробного пейзажа стационара, эпидемиологических наблюдений за динамикой антибиотикочувствительности с целью предотвратить формирование эпидемических вариантов возбудителей. Микробиологический мониторинг позволяет на основании знания наиболее вероятной чувствительности к антибиотикам выявленных микроорганизмов выбрать адекватную антибактериальную терапию в условиях дефицита времени при стремительном ухудшении состояния пациента до момента получения антибиотикограммы.
Сочетание молекулярно-генетического и микробиологического методов диагностики в условиях стационара позволяет существенно повысить скорость и точность принятия клинических решений.

Заключение

Применение молекулярно-генетических методов является современным, мощным и клинически востребованным инструментом в диагностике внутриутробных и нозокомиальных инфекций у детей с ЭНМТ и ОНМТ. Метод ПЦР-диагностики в режиме реального времени является высокоточным, более быстрым в сравнении с применяемым традиционно микробиологическим методом и может быть рекомендован для рутинной практики при совместном его использовании с традиционным микробиологическим методом при осуществлении инфекционного контроля в отделениях неонатологического профиля.

Читайте также: